Inovace pěstebních technologií konopí

Mendelova univerzita v Brně Agronomická fakulta Ústav biologie rostlin Inovace pěstebních technologií konopí Diplomová práce Vedoucí práce: MVDr. Ing. Václav Trojan, Ph.D. Vypracoval: Bc. Petr Černý Brno 2018

Čestné prohlášení Prohlašuji, že jsem práci: Inovace pěstebních technologií konopí vypracoval samostatně a veškeré použité prameny a informace uvádím v seznamu použité literatury. Souhlasím, aby moje práce byla zveřejněna v souladu s 47b zákona č. 111/1998 Sb., o vysokých školách a o změně a doplnění dalších zákonů (zákon o vysokých školách), ve znění pozdějších předpisů, a v souladu s platnou Směrnicí o zveřejňování vysokoškolských závěrečných prací. Jsem si vědom/a, že se na moji práci vztahuje zákon č. 121/2000 Sb., autorský zákon, a že Mendelova univerzita v Brně má právo na uzavření licenční smlouvy a užití této práce jako školního díla podle 60 odst. 1 autorského zákona. Dále se zavazuji, že před sepsáním licenční smlouvy o využití díla jinou osobou (subjektem) si vyžádám písemné stanovisko univerzity, že předmětná licenční smlouva není v rozporu s oprávněnými zájmy univerzity, a zavazuji se uhradit případný příspěvek na úhradu nákladů spojených se vznikem díla, a to až do jejich skutečné výše. V Brně dne: 26.4.2018 podpis

PODĚKOVÁNÍ Tímto bych rád poděkoval vedoucímu diplomové práce panu MVDr. Ing. Václavu Trojanovi Ph.D., za veškerou pomoc, vedení, ochotný přístup a cenné rady. Velký dík patří Ing. Ajinkya Bharat Lalgemu za pomoc při založení experimentu a v jeho průběhu a Ing. Kamile Lónové za pomoc s měřením rostlin a vyhodnocením výsledků. Dále bych rád poděkoval společnosti CBD Botanic za poskytnutí biologického materiálu. V neposlední řadě chci také poděkovat rodině za podporu během celé doby studia. Provedení experimentu umožnil projekt výukové a výzkumné kapacity pro biotechnologické obory a rozšíření infrastruktury CZ.1.05/4.1.00/04.0135

ABSTRAKT Teoretická část diplomové práce se ve stručnosti zabývá botanickou charakteristikou konopí, legislativou pěstování konopí v České republice, agrotechnikou a sklizni konopí pro technické účely. Detailněji jsou pak popsány pěstební technologie využívané při produkci a sklizni konopí pro farmaceutické účely. V praktické části byl založen experiment s rostlinami konopí, který probíhal v laboratoři Ústavu biologie rostlin Mendelovy univerzity v Brně. Pokus byl rozdělen do dvou variant světelného spektra (bílé LED osvětlení vyzařující kompletní viditelné spektrum a kombinace modrých a červených LED v poměru 1:1), které byly dále rozděleny do 3 skupin s odlišnou metodou zastřižení. U rostlin byly sledovány parametry kvantového výtěžku elektronového transportu fotosystému II, fluorescence chlorofylu, výnos suchého květenství rostlin a vybrané sekundární metabolity. U jednotlivých variant osvětlení i zastřižení byly zaznamenány rozdílné výsledky. Z dosažených výsledků se jako účinnější se jeví bílé LED osvětlení vyzařující kompletní viditelné spektrum v porovnání s variantou vyzařující modré a červené spektrum v poměru 1:1. Vliv zastřižení v tomto experimentu nebyl statisticky průkazný. Klíčová slova: konopí, agrotechnika, technologie, pěstování, Cannabis sativa, LED, fluorescence chlorofylu

ABSTRACT The theoretical part of diploma thesis briefly focuses on botanical characteristics of cannabis, legislation of cannabis cultivation in Czech republic, agrotechnics and harvest of hemp. The cultivation technologies used in production and harvest of cannabis for pharmaceutical purposes are described in more details. In the practical part was established an experiment with cannabis plants. This experiment was carried in laboratory at department of plant biology at Mendel university in Brno. The experiment was carried out in two variants of light spectrum (white LED lights emitting complete visible spectrum and combination of blue and red LED in ratio 1:1), which were dividen into three groups with different trim method. In plants were observed parameters of quantum yield of electron transport of photosystem II, chlorophyll fluorescence, yield of dried flowers and selected secondary metabolites. In each of lighting and trim variants have been recorded various results. As results shown, white LED lights emitting a full visible spectrum appear to be more effective than the blue and red spectrum in ratio of 1:1. Effect of trimming in this experiment was not statistically conclusive. Keywords: hemp, agrotechnics, technology, cultivation, Cannabis sativa, LED, chlorophyll fluorescence

OBSAH 1 ÚVOD... 9 2 CÍL PRÁCE... 10 3 LITERÁRNÍ PŘEHLED... 11 3.1 Botanická charakteristika... 11 3.1.1 Taxonomie konopí... 11 3.1.2 Morfologie konopí... 12 3.1.3 Obsahové látky... 13 3.1.4 Historie konopí až po současnost... 16 3.2 Legislativa pěstování konopí v ČR... 18 3.3 Pěstování konopí pro technické účely... 19 3.3.1 Povolené odrůdy... 19 3.3.2 Požadavky na půdu a předplodinu... 20 3.3.3 Příprava půdy... 21 3.3.4 Setí... 21 3.3.5 Hnojení... 22 3.3.6 Ochrana porostu za vegetace... 24 3.3.7 Sklizeň... 25 3.4 Pěstování konopí pro farmaceutické účely... 27 3.4.1 Kultivar výchozí rostliny... 28 3.4.2 Kultivační substrát... 28 3.4.3 Osvětlení... 31 3.4.4 Vlhkost vzduchu... 33 3.4.5 Teplota... 33 3.4.6 Zavlažování... 34 3.4.7 Větrání... 34

3.4.8 Stáří rostliny v době sklizně... 35 3.4.9 Sklizeň a posklizňová úprava... 36 4 MATERIÁL A METODIKA... 39 4.1 Použitý materiál a zařízení... 39 4.1.1 Biologický materiál... 39 4.1.2 Pěstební komora... 39 4.1.3 Pěstební medium... 40 4.1.4 Hnojiva... 40 4.2 Metodika měření... 40 4.2.1 Zastřižení rostlin... 40 4.2.2 Fluorescence chlorofylu... 41 4.2.3 Stanovení výnosu a obsahových látek... 43 4.3 Průběh experimentu... 44 5 VÝSLEDKY... 45 5.1 Kvantový výtěžek elektronového transportu fotosystému II... 45 5.2 Rychlá fáze fluorescenční indukce... 46 5.3 Nefotochemické zhašení... 48 5.4 Výnos sušiny samičího květenství... 54 5.5 Obsahové látky... 55 6 DISKUSE... 59 7 ZÁVĚR... 63 8 SEZNAM POUŽITÉ LITERATURY... 65 9 SEZNAM TABULEK... 81 10 SEZNAM OBRÁZKŮ A GRAFŮ... 82 11 PŘÍLOHY... 83

1 ÚVOD Konopí (Cannabis spp.) není ve světě ani u nás novou plodinou. Jedná se o rostlinu rostoucí v mírných i tropických podmínkách po celém světě, které se daří v různorodých a někdy i náročných prostředích. Při průmyslovém zpracování lze využít všechny části rostliny bez vzniku odpadu. Díky svým vlastnostem nachází konopí využití v automobilovém průmyslu, stavitelství, papírenství nebo provaznictví. Hojně se využívá v textilním průmyslu, potravinářství, kosmetice, farmacii a krmivářství, případně jej lze využít jako obnovitelný zdroj pro energetické účely a výrobu bioplynu. První zmínky o pěstování konopí pocházejí z doby více než 7000 let před n. l. z Babylónie. Největší zásluhy na pěstování a všestranném využívání v dějinách však patří Číně, kde bylo konopí využíváno především k výrobě lan, rybářských sítí a tkanin. Na našem území, jak vyplývá z archeologických výzkumů, bylo konopí používáno Kelty ve 4. století před n. l. Konopí bylo ve světě bez omezení pěstováno a využíváno až do třicátých let 20. století. Poté průmyslová lobby ve spojených státech amerických poprvé prosadila zákon, který změnil status konopí na plodinu zakázanou. Následně bylo pěstování konopí zakázáno i v dalších zemích. Současná produkce konopí pro technické účely je v celosvětovém měřítku poměrně bezvýznamná a dosahuje řádově stovek tisíc ha. Plochy, kde se konopí pěstuje se však stále rozšiřují. K největším pěstitelům patří Kanada, Austrálie, Nový Zéland či Jihoafrická republika. V Evropě se konopí pěstuje převážně ve Francii. V České republice plochy konopí dosahují pouze několika málo stovek hektarů. I přes to patří konopí v současné době k nejdiskutovanějším rostlinným druhům na Zemi. Díky jeho farmaceutickému využití roste jeho význam ve většině zemí, kde bylo jeho pěstování dříve zakázáno. Pro tyto účely jsou využívány odrůdy konopí, jejichž obsah THC (Tetrahydrokanabinolu) může dosahovat i více než 20 %. V ČR stejně jako ve většině zemí EU se pěstuje převážně konopí pro technické účely, a to s určitými omezeními. K tomu lze využít povolených odrůd, které obsahují méně než 0,3 % THC v jakékoli části rostliny. 9

2 CÍL PRÁCE Cílem této diplomové práce bylo seznámení se s pěstebními technologiemi využívanými k produkci konopí v ČR a ve světě. Pozornost byla věnována biologii konopí, agrotechnice při zakládání, ošetřování a sklizni současných povolených odrůd konopí pěstovaného pro technické účely. Další část byla zaměřena na optimalizaci pěstebních podmínek konopí určeného k medicinálním účelům. V experimentální části byl založen a vyhodnocen pokus s konopím a následně byly interpretovány výsledky a uvedena vhodná doporučení pro pěstitele. 10

3 LITERÁRNÍ PŘEHLED 3.1 Botanická charakteristika 3.1.1 Taxonomie konopí Konopí (Cannabis spp.) patřilo k prvním plodinám pěstovaným za účelem produkce kvalitního vlákna. V dnešní době tato rostlina roste v širokém rozpětí klimatických podmínek s největším rozšířením v Evropě a Asii (Bouloc et al., 2013). Botanická klasifikace konopí byla dlouhou dobu nejasná, jelikož se botanici nemohli shodnout na příslušné čeledi. Zprvu bylo konopí řazeno do čeledi kopřivovité (Urticaceae) a později do čeledi morušovníkovitých (Moraceae). Dnes je však konopí řazeno do zvláštní čeledi konopovitých (Cannabaceae), kde je kromě konopí řazen také jeho příbuzný druh chmel (Humulus spp.). Rozšíření této čeledi je mimo arktického pásu kosmopolitní. (Stevens, 2012). Rod Cannabis se dále rozděluje na tři druhy (poddruhy): Konopí seté (Cannabis sativa), je jednoletá dvoudomá rostlina jejíž, původ lze dohledat ve střední Asii. Vyznačuje se vyšším vzrůstem (až 3,5 metru v závislosti na odrůdě) a menším větvením. Prsty listů jsou úzké a špičaté. Konopí indické (Cannabis indica), toto konopí se od konopí setého liší vzrůstem, tvarem listů a velkou produkcí pryskyřice, která obsahuje více THC. Původem je konopí indické rovněž z Asie a pěstuje se v Indii, Afghánistánu, Íránu, Turecku, Sýrii, ale i v severní Americe. Konopí indické je menšího vzrůstu, nežli konopí seté a dosahuje výšky do 1,8 metru (v závislosti na odrůdě). Rostlina se ale mnohem více větví, a to již od spodní části stronku stonku. Listy jsou silné s výraznějšími žilkami. Konopí rumištní (Cannabis ruderalis), je považováno za plevelnou rostlinu. Ve srovnání s Cannabis indica a Cannabis sativa, dosahuje nižšího vzrůstu, produkuje více listů a obsahuje mnohem méně THC (José, 2012). Z těchto druhů, především Cannabis sativa a Cannabis indica byla následně vyšlechtěna řada dalších variet podle požadavků průmyslu k produkci vlákna, semene nebo k léčebným účinkům. 11

3.1.2 Morfologie konopí Konopí je jednoletá rostlina, která se pěstuje téměř výhradně ze semen. Kořenový systém je slabě vyvinutý ve srovnání s nadzemní biomasou (Dupal, 2010). Velikost kořenového systému je závislá na použité metodě kultivace a kvalitě půdy. V průměru kořeny dosahují 8-9 % celkové biomasy. Velikost kořenů je ovlivněna také fenotypem rostliny. Samčí rostliny mají kratší vegetační fázi než rostliny samičí, a proto mají méně vyvinutý kořenový systém. Hlavní kořen může dorůstat až do hloubky 2 m, vedlejší kořeny, které tvoří většinu objemu kořenového systému dorůstají délky mezi 10-60 cm (Bouloc et al., 2013). Konopný stonek je přímá lodyha, svou stavbou připomíná stonek lnu. Avšak lýkové svazky u konopí nejsou uloženy v izolovaných skupinách jako u lnu, ale v téměř nepřetržitém kruhu. Mimo to, se současně s primárním kruhem lýkových svazků ve spodní části stonku tvoří i sekundární, někdy i terciální kruhy lýkových svazků (Středa et Strašil, 2014). Stonek dosahuje délky až 6 m a jeho síla se pohybuje od 3 mm až do 60 mm a jeho průměr roste od vrcholku rostliny k její základně. Vzdálenost internodií se může lišit. Tyto charakteristiky jsou však velmi závislé na druhu, prostředí a stádiu vývoje rostliny. Mladý stonek je více méně kulatý, dužnatý, vyplněný dřeňovým pletivem. Zelená barva stonku v období plného vegetačního růstu přechází v plné zralosti do citrónově zelené, stonek dřevnatí a při přezrání začíná vlivem povětrnostních podmínek hnědnout. Podle typu konopí bývá většinou šestihranný nebo čtyřhranný, někdy až rýhovaný, přičemž v dolní části zůstává kulatý (Miovský, 2008; Bouloc et al., 2013). Listy jsou nejznámějším aspektem rostliny konopí. Navzdory velké variabilitě tohoto druhu se listy mezi odrůdami výrazně neliší. První pár lístků je jednodílný a následné pokračuje růst pravých listů. Tyto listy jsou dlanitě dělené, obvykle 3 11četné (výjimečně mohou mít i více čepelí), mají kopinatý tvar s pilovitými okraji. Uspořádání listů na stonku a větvích je buď vstřícné nebo střídavé. (Dupal, 2010; Miovský, 2008). Konopí je dvoudomá rostlina. Samičí květy rostou ve shlucích na větvích. Tyto květy mají svrchní dvoupouzdrý semeník s vysunutým vajíčkem a dvěma bliznami. Tyto blizny rostou neobvykle dlouhou dobu což zvyšuje pravděpodobnost opylení. Samčí květy rostou v párech v úžlabních latách sekundárních větví. Jejich květenství je tvořeno pěti okvětními lístky a pěti tyčinkami obsahujícími pyl. Některé odrůdy konopí však mohou být jednodomé. Samičí květy se u těchto rostlin nachází především v jejich horní části, zatímco samčí květy rostou v úžlabí větví. Tato květenství se na jednodomých odrůdách nacházejí v menším počtu 12

než na rostlinách dvoudomých (Shelby, 2015). Pyl je roznášen větrem na vzdálenost 10-12 km a je schopný oplodnění 14-15 dnů po svém dozrání. Od opylení až po dozrání semene následně uplyne 30-40 dní (Miovský, 2008). Plodem konopí je nenápadná jednosemenná nažka, jejíž veškerý objem zaujímá právě semeno. Toto semeno se nachází v obalu, který je tvořen osemením (testa) a oplodím (perikarp). Semena konopí mají vejčitý nebo kulatý tvar a jejich velikost je v závislosti na odrůdě 3-5 mm. Hmotnost tisíce semen se pohybuje od 8 do 26 g. Semena jsou bohatá na olej a bílkoviny, ale na rozdíl od ostatních druhů rostlin mají tato semena nižší množství albuminu (Bouloc et al., 2013). 3.1.3 Obsahové látky 3.1.3.1 Kanabinoidy Kanabinoidy jsou látky s 21 nebo 22 uhlíky náležející do skupiny terpenofenolů. (Widelski et Kukula-Koch, 2017). Dosud jich bylo identifikováno více něž 100, s podobnými chemickými strukturami. Kanabinoidy jsou považovány za hlavní terapeuticky aktivní látky, jež konopí produkuje. V rostlinné říši je najdeme pouze v konopí a nikde jinde v přírodě (Hazekamp, 2014). První kanabinoid produkovaný rostlinou je CBGA neboli kyselina kanabigerolová, z níž jsou dále syntetizovány THCA, CBDA a CBCA, ze kterých dekarboxylací vznikají THC, CBD a CBC (Colbert, 2013). Poměr jednotlivých kanabinoidů v rostlině má hlavní vliv na celkový terapeutický účinek (Hazekamp, 2014). Delta-9-tetrahydrokanabinol, běžně označovaný jako THC je nejznámější ze skupiny kanabinoidů (Hazekamp, 2014). Jedná se o látku zodpovědnou za většinu psychoaktivních účinků konopí (Bradford, 2017). Kromě těchto účinků má THC také obrovský léčebný potenciál (Hazekamp, 2014). K jeho terapeutickým účinkům patří potlačení nevolnosti a zvracení. Využívá se k tlumení bolesti po chemoterapii a potlačení příznaků roztroušené sklerózy, podporuje chuť k jídlu a zlepšuje spánek (Carlini, 2004). Propylovým analogem THC je THCV neboli tetrahydrokanabivarin, ve kterém je 5 uhlíkový postranní řetězec zkrácen o dvě methylenové jednotky (Hartsel et al., 2016). THCV se vědci zabývají zejména kvůli možné léčbě epilepsie a Parkinsonovy choroby (Hazekamp, 2014). 13

Obrázek 1: Syntéza THCA z CBGA a následná dekarboxylace THCA na Δ 9 -THC. Zdroj: https://www.marijuana.com/news/2014/06/cannabinoid-biosynthesis-part-1-cbg-thc-cbd-andcbc/ Obrázek 2: Syntéza THCVA z CBGVA a následná dekarboxylace THCVA na THCV. Zdroj: https://www.marijuana.com/news/2014/07/biosynthesis-and-degradation-of-cannabinoidspart-2-thcv-δ8-thc-and-cbn/ Věda v poslední době upírá svou pozornost na další kanabinoid, konkrétně se jedná o kanabidiol, také známí pod zkratkou CBD (Hazekamp, 2014). CBD je hlavní nepsychoaktivní kanabinoid produkovaný rostlinou a zda se, že je dobře tolerován u lidí (Devinsky et al., 2014). Vysoké dávky THC mohou u lidí způsobovat úzkost a psychotické stavy. Tyto účinky jsou výrazně potlačovány právě kanabidiolem (Zuardi et al., 2006). Studie z celého světa v posledních letech prokazují, že CBD je účinný při zmírňování příznaků komplexních diagnóz, mezi něž patří revmatoidní artritida, cukrovka, posttraumatická stresová porucha, úzkostná porucha a infekce vyvolané rezistentními kmeny bakterií (Hazekamp, 2014). Obrázek 3: Syntéza CBDA z CBGA a následná dekarboxylace CBDA na CBD. Zdroj: https://www.marijuana.com/news/2014/06/cannabinoid-biosynthesis-part-1-cbg-thc-cbd-andcbc/ Kanabichromen neboli CBC je fytokanabinoid, který inhibuje inaktivaci endokanabinoidů a aktivuje přechodný receptorový potenciál (Izzo et al., 2012). Studie 14

dokazují, že kanabichromen může mít protizánětlivé a protivirové účinky (Romano et al., 2013). CBC může přispět také k celkovým analgetickým účinkům konopí. V kombinaci společně s CBD a THC má antidepresivní účinky (El-Alfy et al., 2010). Obrázek 5: Oxydativní degradace Δ 9 -THC na CBN. Zdroj: Obrázek 4: Syntéza CBCA z CBGA a dekarboxylace CBCA na CBC. Zdroj: https://www.marijuana.com/news/2014/06/cannabinoid-biosynthesis-part-1-cbg-thc-cbd-andcbc/ Kanabinol (CBN) je nepsychoaktivní kanabinoid, který se nejčastěji nachází ve starším konopí (Andre et al., 2016). Vzniká oxidací THC a rostlinou v čerstvém stavu není pravděpodobně vůbec produkován (Ra tsch, 2013). CBN nabízí jedinečný profil účinků a výhod, které jsou však stále předmětem vědeckého bádání (Rahn, 2015). https://www.marijuana.com/news/2014/07/biosynthesis-and-degradation-of-cannabinoidspart-2-thcv-δ8-thc-and-cbn/ 3.1.3.2 Terpeny Terpeny jsou látky propůjčující konopí charakteristickou vůni a chuť. V rostlině bylo doposud identifikováno více než 120 různých terpenů (Hazekamp, 2014). Terpeny, jako je limonen, myrcen, alfa-pinen, beta-karyofylen, karyofylenoxid, nerolidol a fytol, sdílejí prekurzory s fytokanabinoidy (Hao et al., 2015). Kromě vůně a chuti mohou mít terpeny i léčebné účinky. Dosud byly prokázány jejich antimikrobiální, antivirové, antihyperglykemické a antiparazitické účinky (Paduch et al., 2007). Některé terpeny také pomáhají redukovat krátkodobé výpadky paměti a úzkost, které mohou u některých osob po užití konopí nastat. Ovšem i zde, stejně jako u kanabinoidů platí, že terpeny musí být 15

zastoupeny v určitém poměru, aby se projevil jedinečný léčebný efekt dané rostliny (Hazekamp, 2014). 3.1.3.3 Fenolické látky Fenolické látky, také známe jako fenylpropanoidy, tvoří jednu z nejrozšířenějších skupin sekundárních metabolitů v rostlinné říši. Představují více něž 10 000 různých struktur, včetně fenolových kyselin, benzoových a hydroxycinnamových kyselin, flavonoidů, jako jsou flavonoly a flavony, stilbeny a lignany (Andre et al., 2010). Fenolické látky jsou tvořeny v cytoplazmě za pomocí fenylpropanoidové dráhy a následně jsou přepravovány vakuolami nebo uloženy do buněčné stěny (Andre et al., 2016). V rostlinách mohou fenolické látky za určitých fyziologickéch podmínek působit jako antioxidanty a tím chránit rostliny před oxidačním stresem. U lidí bylo prokázáno, že příjem fenolických látek má pozitivní vliv na snížení výskytu chronických onemocnění, jako je rakovina, kardiovaskulární a neurodegenerativní onemocnění (Ars et Hollman, 2005). 3.1.4 Historie konopí až po současnost První zmínky o pěstování konopí jakožto kulturní plodiny pochází z Činy před více než 8500 lety. Po většinu doby bylo konopí pěstováno především pro produkci vlákna, podstatně méně pak pro své omamné účinky a jen v omezené míře k získávání oleje ze semen. Tato rostlina je jedním z nejstarších zdrojů vláken využívaných k výrobě textilu. Za tímto účelem bylo konopí využíváno nejdříve v západní Asii, Egyptě a následně také v Evropě někdy mezi 1. a 2. tisíciletím před n. l. (Small et Marcus, 2002). V období 800 až 1200 n. l. bylo konopí nejdůležitější užitkovou rostlinou Anglie, využívanou především k výrobě plachet a těsnění pro plachetnice. Kolem roku 1250 byla poptávka tak vysoká, že byla objednána konopná pole na Islandu. S Kryštofem Kolumbem přeplula rostlina Atlantik, jako oblečení a také jako plachtovina, protože látka na sebe upozornila již brzo svými dobrými vlastnostmi: na těle lehká a vzdušná, odolná proti mokru a skoro neprotržitelná. Američané nazvali tuto rostlinu Hemp a pro svou vlajku použili právě tuto látku. Rostlina prakticky dobyla zeměkouli, lidé ji sázeli, využívali a vážili si jí. (Anonym, 2017). Konopí bylo hojně využíváno také pro své léčivé účinky. V USA se používání konopí jako léku datuje od druhé poloviny 19. století, kdy bylo konopí zařazeno do oficiálního lékopisu Spojených států a preparáty ve formě tinktur, extraktů a pastilek byly vyráběny nejednou společností. Byly k dostání nejen v lékárnách, ale i v obyčejných obchodech drugstorech. 16

Od poloviny 19. století současně rostla i spotřeba konopí pro rekreační účely, která se odehrávala v tzv. hašišových salónech. Když americký Kongres v roce 1914 projednával svůj první protidrogový, tzv. Harrisonův zákon, upravující prodej opia, opiových derivátů a kokainu (jen na lékařský předpis), bylo konopí shledáno stejně neškodné, jako maliny nebo jablka (Gabrielová, 2011). Konopí k rekreačním účelům užívaly především skupiny mexikánských dělníků, jižanských černochů a nově přicházejích Filipínců. Ve státech, kde tyto skupiny tvořily významnou část se začaly šířit pověsti o negativním vlivu konopí na člověka. Tyto pověsti byly dále šířeny lidmi, kteří neměli informace ani znalosti o konopí, a mnohdy je ani mít nechtěli. Tato propaganda v následujícím období přerostla do antimarihuanové hysterie (Dupal, 2010). Díky tomuto přístupu bylo navrženo sjednocení dosavadní legislativy do jedné mezinárodní konvence, jejíž první návrh byl přijat federální vládou Spojených států amerických roku 1961, k čemuž se poté začaly připojovat další členské země OSN. V rámci Jednotné úmluvy o omamných látkách bylo konopí a přípravky z něj definováno jako nebezpečné narkotikum s vysokým potenciálem zneužití. Toto ustanovení odráželo názor, že konopí je jako narkotikum svou nebezpečností srovnatelné například s heroinem a LSD. V průběhu následujících let bylo vydáno několik dodatkových smluv, které utvrzovaly a zpřísňovaly ustanovení první úmluvy. Tyto zákony byly důležitým podkladem pro takzvanou válku proti drogám. Zavedením Jednotné úmluvy se nebezpečí potenciálu zneužívání konopí rekreačními uživateli stalo daleko důležitějším bodem politických programů v jednotlivých zemích, který do pozadí odsunul jakýkoli z možných užitků konopí, například jako zdroje potravy, vláken nebo léčiv (Hazekamp, 2014). V dnešní době je konopí jednou z nejstudovanějších léčivých rostlin na světě. Dosud u ní bylo identifikováno přes 500 látek. Podle brožury Světové zdravotnické organizace WHO z roku 2002 o potřebách a potenciálu tradiční medicíny se více než 80 % primární zdravotní péče v rozvojových zemích zakládá na rostlinných přípravcích. Právě proto se dnes rozvíjí obory jako etnofytofarmacie, která kombinuje floristiku, botaniku, farmacii, psychologii a podobně a hledá původní tradiční léčivé rostliny. Konopí seté, (Cannabis sativa L.) patří mezi ty nejperspektivnější (Tejkalová, 2013). Renesance nastává i pro technické konopí, a to hlavně díky jeho recyklovatelnosti, odolnosti vůči škůdcům, plísním a hnilobám a také díky faktu, že neobsahuje žádné alergeny a má tvarovou stálost. Velmi dobré jsou také jeho tepelněizolační vlastnosti. Výraznou výhodou je to, že jde o jednoletou rostlinu, tudíž má vysoký výnos, a lze průmyslově využít všechny části rostliny beze zbytku. Vědci se také neustále zabývají genetickým vývojem technického konopí a jeho zušlechťováním, jak pro zvýšení 17

výnosů, tak pro snížení obsahu THC (Anonym, 2012). I když s určitým omezeními, je možno nyní pěstovat technické konopí ve většině zemí EU. K tomu jsou povoleny odrůdy, které splňují podmínku, že mají obsah THC v jakékoli části rostliny pod 0,3 % (Středa et Strašil, 2014). Pěstování konopí s vyšším obsahem THC však stále zůstává zakázáno ve většině zemí. 3.2 Legislativa pěstování konopí v ČR V současné době je v České republice zapsáno několik povolených odrůd konopí, které mají obsah THC méně než 0,3 %. Pěstování technického konopí upravuje zákon č. 167/1998 Sb. o návykových látkách a o změně některých dalších zákonů, ve znění pozdějších předpisů. Tento zákon zakazuje pěstovat druhy a odrůdy rostliny konopí (rod Cannabis), které mohou obsahovat více než 0,3 % THC, s výjimkou pěstování na základě licence udělené podle tohoto zákona; zákaz se nevztahuje na pěstování odrůd rostliny konopí (rod Cannabis) pro výzkumné účely, pro šlechtění nových odrůd a pro zachování genetické rozmanitosti vědeckými a výzkumnými pracovišti zřízenými zákonem nebo státem vymezené v povolení k zacházení. Pěstovat konopí pro léčebné použití může jen taková právnická nebo podnikající fyzická osoba, které byla k této činnosti udělena licence Státním ústavem pro kontrolu léčiv. Držitel licence může pěstování konopí pro léčebné použití zahájit, jen pokud má uděleno povolení k zacházení s návykovými látkami a přípravky. Pro osoby pěstující konopí na celkové ploše přesahující 100 m 2 platí ohlašovací povinnost. Tyto osoby jsou povinny předat hlášení místně příslušnému celnímu úřadu podle místa pěstování, písemně nebo v elektronické podobě. Do konce května musí tyto osoby předat hlášení obsahující výměru pozemků osetých konopím pro sklizeň v příslušném kalendářním roce, včetně názvu použité odrůdy, čísla parcely, názvu a čísla katastrálního území, nebo identifikačního čísla půdního bloku. Další hlášení je osoba pěstující konopí povinna podat v průběhu vegetace a sklizně, a to nejpozději do 5 dnů před provedením dané sklizně. Do konce prosince příslušného kalendářního roku je nutné ohlásit výměru pozemků, které byly oseté konopím včetně názvu použité registrované odrůdy, čísla parcely, názvu a čísla katastrálního území, nebo identifikačního čísla půdního bloku. Dále je v hlášení nutno uvést množství sklizeného konopí, množství semene a hmotnost konopí prodaného nebo jinak převedeného a identifikační údaje nového nabyvatele (Zákon č.167/1998 sb.). 18

3.3 Pěstování konopí pro technické účely Konopí (Cannabis sativa L.) bylo v historii pro člověka důležitou plodinou vzhledem k jeho adaptaci a širokému využití (Fike, 2017). Ve 30. letech 20. století však s americkým zákazem marihuany a klesající poptávkou po konopném vláknu, konopí jako zemědělská plodina zcela vymizelo ze světových trhů (Crowley, 2001; Fike, 2017). V současné době produkce konopí po celém světě roste (Bouloc et al., 2013). Nejvyšší potenciál má dnes technické konopí při výrobě biopaliv, produktů s přidanou hodnotou (oleje, extrakty, potraviny) a také díky jeho fytoremediačním schopnostem (Ahmad et al., 2016; Das et al., 2017). 3.3.1 Povolené odrůdy Seznam doporučených odrůd ve státní odrůdové knize uvádí v současné době tři povolené odrůdy konopí, a to odrůda Bialobrzeskie, Antal a Monoica. Společný seznam odrůd Evropského společenství kromě již zmíněných odrůd povolených v ČR obsahuje ještě dalších 46 povolených odrůd registrovaných v národních seznamech. Některé odrůdy jsou zároveň zaregistrovány v několika zemích, neboť šlechtitel není vždy totožný s přihlašovatelem. Bialobrzeskie je výsledkem křížení dvoudomých a jednodomých kmenů (((LKCSD x Kompolti) x Bredemann 18) x Fibrimon 24), následovala dlouhodobá selekce pro vysoký výnos vlákna. Dvoudomý rodič LKCSD byl selektován z Havella ndische nebo z konopí středoruského původu Schurigs. Dvoudomá odrůda Bredemann 18' byla selektována v Německu (původ Rusko) a je bohatá z pohledu obsahu vlákna s dobrou odolností proti chorobám. Morfologicky podobná odrůdě BENIKO, HTS 14 15 g. Na základě sledování zjištěné průměrné výnosy: neroseného stonku: 9,285 t/ha, roseného stonku: 7,662 t/ha, semene: 0,921 t/ha, vlákna celkového: 2,459 t/ha, obsah vlákna ve stonku: 31,5 % (Honzík et al., 2012). Antal je dvoudomá polopozdní až pozdní odrůda. Rostliny středně vysoké až vysoké. Příměs samčích rostlin je vysoká. Výnos celkového vlákna střední až středně vysoký. Obsah celkového vlákna ve stonku nízký. Obsah THC v rostlinách pod 0,2 % (Holubář et al., 2014). Monoica je jednodomá polopozdní odrůda. Jedná se o křížence čínské krajové dvoudomé odrůdy s odrůdou Fibrimon. Rostliny jsou středně vysoké až vysoké. Příměs samčích rostlin je nízká až střední. Výnos nemáčeného stonku středně vysoký. Výnos celkového vlákna středně vysoký. Obsah celkového vlákna středně vysoký. Obsah THC v rostlinách výrazně pod 0,2 % (Bjelková et al., 2017; Holubář et al., 2014). 19

Tabulka 1: Seznam odrůd konopí povolených v Evropském společenství uvedených ve Společném katalogu odrůd konopí dostupný z webových stránek celní správy ČR (Celní správa, 2017). Adzelvieši Delta-Ilosa Fibror 79 Lipko Armanca Delta-405 Finola Lovrin 110 Beniko Denise Futura 75 Marcello Białobrzeskie Diana Henola Markant Cannakomp Dioica 88 Glyana Monoica Carma Elleta Campana Ivory Rajan Carmagnola Epsilon 68 KC Bonusz Ratza Carmaleonte Fedora 17 KC Dora Santhica 23 Chamaeleon Felina 32 KC Virtus Santhica 27 Codimono Férimon KC Zuzana Santhica 70 CS Fibranova Kompolti Secuieni Jubileu Dacia Secuieni Fibrol Kompolti hibrid TC Silvana 3.3.2 Požadavky na půdu a předplodinu Konopí je teplomilnější plodina, vegetačně termická konstanta při pěstování na vlákno je 1800 2000 C, na semeno 2200 2500 C (Šnobl, 2004). Konopí lze pěstovat ve výrobních oblastech kukuřičné, řepařské a bramborářské, zpravidla do 450 m n.m. Tvorba výnosu vyžaduje vhodné zabezpečení co nejlepších půdních podmínek pro růst a vývoj. Pro úspěšné pěstování vyžaduje konopí dostatečně hluboké hlinité až hlinitopísčité půdy s dobrou zásobou živin, především N a K (Bjelková et al., 2017). Nevhodné jsou půdy mělké, kamenité, písčité, ulehlé, jílovité, vysychavé. Nesnáší kyselé půdy a nejlépe se mu daří na půdách neutrálních až slabě zásaditých. V počátečních obdobích růstu a v době kvetení vyžaduje konopí vyšší množství vody, později je schopné odolávat přechodnému suchu (Středa et Strašil, 2014). Ačkoli je konopí považováno za plodinu nízkorozpočtovou, výnos a kvalita je závislá především na kvalitě půdy a agrotechnických postupů. Nejlepších výnosů konopí dosahuje se vstupy podobnými kukuřici a pšenici (Kaiser et al., 2015). Na předplodinu není konopí náročné. Lze jej pěstovat na stejném pozemku i několik let po sobě. Ovšem s ohledem na šíření plevelů, chorob a škůdců se doporučuje většinou 3 až 4letá rotace například s obilovinou, jetelovinou a kukuřicí. Nejvyšších výnosů dosahuje po organicky hnojené předplodině. Je vhodnou plodinou k přerušení obilních sledů a jako jedna z mála kulturních rostlin vyniká vysokou 20

konkurenční schopností vůči plevelům. Plodina konopí může být i cennou předplodinou, protože pole po sklizni konopí bude bez plevelů (Bjelková et al., 2017; Small et Marcus, 2002). 3.3.3 Příprava půdy Pro dosažení dobrých výnosů je jednou z podmínek důkladná příprava půdy. Význam pečlivé přípravy půdy přímo vyplývá z biologických a morfologických vlastností rostliny. Je třeba zabezpečit velké požadavky konopí na vodní, vzdušný a živinný režim a pamatovat na slabý počáteční rozvoj kořenové soustavy a citlivost na zaplevelení v počátku růstu (Středa et Strašil, 2014). Po sklizni předplodiny (obilniny) by měla být provedena podmítka. V podzimním období by se pak měli mechanicky nebo chemicky likvidovat vytrvalé plevele a dlouhého meziporostového období lze využít pro zelené hnojení a doplnění organické hmoty do půdy. Půdy těžké, bohaté na jíl je vhodné na podzim zaorat a ponechat v hrubé brázdě, což umožní vymrznutí zeminy v zimním období a optimalizaci půdní struktury. Na lehkých půdách může orba počkat až do jarního období. Orbu provádíme do hloubky 25 30 cm. Zásadou jarní přípravy musí být omezení počtu pojezdů po pozemku, šetření zimní vláhy a co nejmenší utužení půdy. Nadměrně utužená půda tvoří překážku pro hlavní kořen, který se následně může stáčet do tvaru písmene L, následně může docházet ke snížení jeho účinnosti v době sucha (Bouloc et al., 2013; Šnobl, 2004). Jarní příprava je v podstatě stejná jako pro ostatní jarní plodiny. Doporučuje se půdu smykovat nebo vláčet. Tato příprava urovná půdu a sníží ztráty vláhy. Po smykování je třeba hlídat, aby se půda příliš nezaplevelila. Podle potřeby lze ještě jednou kypřit a současně zapravit do půdy průmyslová hnojiva (Kára, 2005). 3.3.4 Setí Výsev v optimálním termínu a s ohledem na klimatické podmínky lokality umožňuje dobré využití zimní vláhy a je dobrým předpokladem pro zajištění dobrého vegetačního stavu porostu (Bjelková et al., 2017). Výsev konopí se provádí, jakmile teplota půdy dosahuje 8 C. Časnější doba výsevu odpovídá vyšším výnosům vlákna a semene, ovšem dochází také k zvýšení rizika poškození rostlin nízkými teplotami. Hustota výsevku je také velmi důležitým faktorem ovlivňujícím produkci semene i vlákna. S rostoucí hustotou výsevu dochází k růstu produkce vlákna na úkor produkce semene (Amaducci et al., 2015). Hodnota optimálního výsevního množství se pohybuje mezi 1 4 milióny klíčivých semen (MKS.ha -1 ). Pro výsevy za účelem získání vysokých výnosů semen je doporučována výsevní norma 1 MKS.ha -1, pro kombinovanou sklizeň za účelem získání semen a stonku pak 2 MKS.ha -1 a pro účely sklizně stonku pak 4 MKS.ha -1 (Bjelková et al., 2017). Šířka řádku konopí 21

pěstovaného pouze na produkci vlákna nebo hmoty je doporučována 20 25 cm. Agritec Šumperk doporučuje setí i do užších řádků 12 15 cm, konopí pro produkci semene se doporučuje vysévat do řádků 40 60 cm širokých (Kocourková et al., 2014). Optimální hloubka setí je 1-3 cm. Tomu musí odpovídat i předseťová příprava hloubka prokypření musí odpovídat hloubce setí, aby bylo vytvořeno půdní lůžko, které umožní stejnoměrnou hloubku setí a tím i stejnoměrné vzcházení. Vhodná hloubka zajišťuje lepší zakořeňování rostlin (Bjelková et al., 2017). Po zasetí je vhodné provést válení, aby semeno brzy vzešlo. V širokých řádcích je pak možno během vegetace plečkovat (Petříková et al., 2006). 3.3.5 Hnojení Mohutné rostliny konopí vyžadují pro svůj náležitý vzrůst dostatečně vysoké dávky hnojiv. Sklizní 10 t stonků a 0,9 t semene z jednoho hektaru je z půdy odčerpáno asi 114 kg N, 86 kg P, 123 kg K a 245 kg Ca. Přibližně 40 % rostlinné hmoty však zůstává na poli ve formě kořenů, listů a vrcholků rostlin, které obsahují až polovinu živin aplikovaných pro plodinu. Tyto živiny budou využity následnými plodinami. Půda by pro konopí měla být dobře vyhnojená, což příznivě napomáhá k rozvoji kořenové mikroflóry. Základem je organické hnojení, nejčastěji ve formě hnoje, v dávce nejméně 30 t/ha, ale lépe je použít dávky vyšší. Vedle chlévského hnoje je dobře uplatnitelné i zelené hnojení. Důležité je dodat také vápník. Ten se dodává do půdy na podzim před hlubokou orbou, nebo již k předplodině. Živiny z minerálních hnojiv je výhodné zapravit do půdy ve dvou vrstvách, částečně při hluboké orbě a z části do menší hloubky při předseťové přípravě (Brook, 2008; Petříková et Weger, 2015; Středa et Strašil, 2014). Převážnou část P, K a Mg hnojiv je vhodné aplikovat již na podzim z důvodu delšího potřebného období pro jejich rozklad a větší využitelnost živin rostlinou z přímého hnojení v průběhu vegetace. Zbytek pak aplikovat na jaře před setím (Šnobl, 2004). Tabulka 2: Potřeba živin v kg na vytvoření 1 tuny semene nebo stébel konopí (Sladký, 2004). Živina Dusík Fosfor Draslík Vápník Hořčík Semeno 43,8 64,0 9,9 17 10,7 42,0 11,0 62,0 2,2 Stonky 8,3 19,0 2,1 5,0 9,1 12,0 10,2 15,0 1,5 Průměr rostliny 17,2 20,2 5,0 6,0 10,0 28,0 15,0 18,0 2,0 % využití živin 50 60 25 30 20 40 25 35 35 45 22

3.3.5.1 Dusík Dusík je nejdůležitějším výnosotvorným prvkem konopí setého. Má synergický vliv na příjem ostatních živin a podmiňuje jejich dobré využití (Bjelková et al., 2017). Při aplikaci nízkých dávek hnojiv se dusíkatá hnojiva aplikují v jarním období, před setím. Při aplikaci středních dávek se doporučuje aplikovat polovinu celkové dávky na podzim a polovinu v jarním období. Při zvýšené potřebě živin je vhodné dodat 50-60 kg/ha N na podzim, 50-60 kg/ha N na jaře před setím a 20-30 kg/ha N během vegetace ve fázi třetího pravého listu (Starcevic, 1979). Jak vyplývá také z mnoha studií, aplikace dusíkatých hnojiv výrazně podporuje růst rostlin, produkci semen a tvorbu celkové biomasy. Takto pozitivně na hnojení dusíkem rostliny konopí reagují až do aplikace 150 kg/ha N v závislosti na úrodnosti půdy a historii pěstovaných plodin na pozemku (Vera et al., 2010). 3.3.5.2 Fosfor Fosfor je důležitým prvkem ovlivňujícím asimilaci. Je nezbytný pro správný vývoj svazků vláken, buněk, stonků a přispívá k pružnosti a pevnosti svazků vláken v tahu (Bjelková et al., 2017). Fosfor dále působí na množství a jakost semene a urychluje jejich dozrávání (Šnobl, 2004). Při pěstování konopí na vlákno lze aplikovat nižší dávky P, než při pěstování na semeno (Petříková et Weger, 2015). Při hnojení průmyslovými hnojivy se na středních půdách doporučuje dávka kolem 30 kg/ha P (Kára, 2005). Nedostatek fosforu způsobuje zpomalený růst. Na listech lze pozorovat tmavé zabarvení a jejich červenání. Nadbytek fosforu je relativně těžko odhalitelný, protože jeho projevy jsou podobné jako při nedostatku stopových prvků. Konopí je k nadbytku fosforu velice tolerantní. Avšak pokud nastane, snižuje se schopnost rostlin vstřebávat ostatní látky. Následkem toho dochází ke snížení výnosu rostlin a předčasnému dozrávání (José, 2012). 3.3.5.3 Draslík Draslík je přijímán ve vysokém množství s přímým vlivem na pevnost pletiv a dobrou tvorbu a vyšší výnos vlákna, ale na druhé straně je příčinou prodloužení celkové délky stonku (Bjelková et al., 2017). Provedené výzkumy doporučují aplikaci 40 90 kg/ha K s ohledem na zásobu K v půdě (Baxter et Scheifele, 2000). Draslík je dobré dodávat v draselné soli nebo síranu hořečnato-draselném, které nepozměňují půdní reakci a půda po nich nekornatí (Petříková et al., 2006). Nedostatek draslíku výrazně ovlivňuje řadu metabolických a fyziologických funkcí rostliny, které jsou spojené s poklesem výnosu i jeho kvalitou. Snižu- 23

je pružnost stébla, což zvyšuje nebezpečí poléhání, snižuje se odolnost proti nízkým teplotám, suchu aj. (Richter, 2004). 3.3.5.4 Vápník Vápník je konopím využíván ve vysokém množství, proto je třeba jej doplnit, pokud jej není v půdě dostatek. Dodává se zpravidla na podzim před hlubokou orbou, nebo již k předplodině. Je to důležité i pro udržení neutrální až slabě zásadité půdní reakce (Petříková et Weger, 2015). Vápník ovlivňuje tloušťku a délku stonku a vláken. Nejvyšší obsah vápníku je potřebný v období 6.-9. týdne růstu. Nedostatek vápníku způsobuje zakrnělí růst rostlin. Vrcholky rostlin odumírají a stonky jsou křehké, pokryté tmavými plochami. Horní listy jsou tmavší než obvykle, mají žlutý okraj, který následně usychá, a listy opadávají. Nadbytek vápníku způsobuje rychlý růst konopí. Vrchní větve jsou však slabé a nedostatečně vyvinuté. Stonky jsou vláknité, dřevnaté a duté. Vápník rostlinám poskytuje odolnost vůči plísni šedé (Botrytis cinerea), čím více vápníku rostlina má, tím nižší je výskyt této plísně (Nelson, 2000). 3.3.5.5 Hořčík Hořčík je pro rostliny konopí velice důležitou živinou. Konopí je na jeho nedostatek velmi citlivé především na písčitých půdách a v období vydatných dešťových srážek. Při nedostatku hořčíku dochází k tvorbě chlorotických skvrn na spodních listech, jejich okraje žloutnou a na povrchu se tvoří šedobílé skvrny. Růst rostlin je zpomalený, stonky jsou tenké a dochází k opadu listů. Pro zajištění optimálního příjmu hořčíku se doporučuje aplikace hořečnato-draselných hnojiv (Nelson, 2000). 3.3.6 Ochrana porostu za vegetace 3.3.6.1 Ochrana vůči plevelům Plevele nebývají v porostu konopí problém. Ke škodám na porostu konopí dochází zpravidla tam, kde se pěstuje více let po sobě. Při slabém výskytu plevelů nemusejí k jejich potlačení být používány chemické prostředky, protože konopí roste po vzejití velmi rychle a dobře zapojený porost snižuje možnost růstu plevelů. Konopí také vykazuje k plevelům alelopatické vlastnosti produkcí ferulických, benzoových a kumarových kyselin. V porostech konopí s širšími řádky pěstovaných na semeno však může docházet k častějšímu výskytu plevelů. V tomto případě se doporučuje předseťová aplikace přípravků s účinnou látkou Benefin proti jednoděložným plevelům. Proti dvouděložným plevelům pak lze aplikovat přípravky 24

obsahující látky Maloran, Patoran nebo Pyramin, a to ihned po vysetí (Kubánek, 2008; Nelson, 2000; Šnobl, 2004). Z preventivních metod ochrany porostu proti výskytu plevelů lze uplantit správně zvolenou odrůdou, vhodné zpracování půdy, osevní postup případně lze v širokých řádcích využít plečkování (Amaducci et al., 2015). Mezi nejrozšířenější plevelné rostliny v porostu konopí patří, zejména merlíky (Chenopodium sp.), laskavce (Amaranthus sp.), rdesna (Polygonum sp.), hořčice rolní (Sinapis arvensis L.), ředkev ohnice (Raphanus raphanistrum L.), svízel přítula (Galium aparine L.), penízek rolní (Thlaspi arvense L.), ježatka kuří noha (Echinochloa crus-galli L.), oves hluchý (Avena fatua L.), popřípadě béry (Setaria) (Bjelková et al., 2017). 3.3.6.2 Ochrana vůči chorobám a škůdcům Choroby a škůdci se při dodržení správné agrotechniky vyskytují v porostech konopí zřídka. Ochrana vůči chorobám a škůdcům je založená především na preventivních opatřeních, ke kterým patří používání zdravého a nenapadeného osiva, provedení hluboké orby na podzim, dodržení prostorové izolace mezi porosty konopí a pěstování odolných odrůd. Konopí je proti chorobám a škůdcům poměrně odolné a ochranářské zásahy nejsou běžně prováděny. Teprve při silném výskytu bývá provedeno odpovídající fungicidní nebo insekticidní ošetření. Nově vyšlechtěné odrůdy se projevují vysokou rezistenci proti chorobám a škůdcům (Kubánek, 2008; Šnobl, 2004; Šmirous et al., 2016). Mezi nejčastěji vyskytující se škůdce patří dřepčík chmelový (Psylliodes attenuata Koch.), housenky můry gama (Autographa gamma L.), mšice konopná (Phorodon cannabis Pass.) a zavíječ kukuřičný (Ostrinia nubilalis Hubn.). Z chorob je to pak bílá (sklerotinová) choroba, kterou způsobuje hlízenka obecná (Sclerotinia sclerotiorum Lib.). Také se může vyskytnout plíseň šedá (Botrytis cinerea Pers.), fuzarióza (Giberella pulicaris Fr.), rakovina i některé virové choroby (Petříková et Weger, 2015). 3.3.7 Sklizeň Sklizeň konopí vyžaduje speciální techniku, protože běžným sklízecím strojům způsobují vlákna přítomná ve stonku značné problémy. Největší problémy způsobují vlákna, která se namotávají na všechny otáčivé osy hřídele, takže je v podstatě nemožné konopí sekat například běžnou bubnovou sekačkou. Pro úspěšný pokos je tedy využíváno přizpůsobené žací ústrojí (Petříková et Weger, 2015). Podle převažující obchodovatelné komodity rozlišujeme pěstování a sklizeň technického konopí pro produkci vlákna, produkci semene a kombinované využití. Při porovnávání různých systémů sklizně je možno konstatovat, že jsou markantní 25

rozdíly v druzích technologických operací a jejich energetické i ekonomické náročnosti. To pak ovlivňuje celý proces sklizně i kvalitu výsledného produktu (Honzík, 2007). 3.3.7.1 Sklizeň konopí na produkci vlákna Při pěstování konopí za účelem zisku vlákna se porost sklízí ve fázi, kdy obsahuje maximální množství a kvalitu vláken. U dvoudomých odrůd nastává tato fáze v době, před tvorbou semen, kdy se samčí rostliny uvolňují pyl. U jednodomých odrůd je maximálního množství a kvality vlákna dosaženo v období výskytu prvních květů (Brook et al., 2015). V období, kdy se tvoří semena a u starších porostů dochází k hromadění celulózy a pektinu ve stonku, což vede ke zhoršené separaci jednotlivých vláken (Manitoba, 2017). Sklizeň je prováděna speciálními sklízecími stroji. Tyto stroje jsou zpravidla čelně nesené na traktoru, složené ze dvou, tří nebo čtyř lišt, které umožní stupňovitý řez stonku na požadovanou délku. Optimální délka nařezaného stonku je 50 60 cm. Takto pokrácené stonky jsou mačkány mačkacími válci a jsou ponechány v širších řádcích na pozemku. Tyto řádky jsou po třech dnech po dobu 14 dní obraceny trojřádkovým obracečem. V důsledku pomačkání stébla rychle zasychají na vlhkost 20 %. Uschlé řádky jsou sbírány sběracím lisem do balíků. Strniště by mělo zůstat poněkud delší, (15 cm) aby na něm nařezané stonky ležely a nebyly znečišťovány půdou. Průměrné výnosy konopí v ČR činí: stonky 5,0 7,0 t/ha, z toho 0,5 1,2 t/ha vláken a 1,5 4,0 t/ha pazdeří (Středa et Strašil, 2014; Šnobl, 2004). 3.3.7.2 Sklizeň konopí na produkci semene Ačkoliv je konopí pěstováno již tisíce let, byly u něj zachovány vlastnosti divokých rostlin. Ne všechna semena dozrávají současně. Běžná metoda sklizně konopí na semeno byla dříve posekat plodinu ručně a naskládat ji do snopků, aby semena před vymlácením uzrála a uschla. Toto období obvykle trvalo týden až 10 dní. V současné době přichází v úvahu sklizeň najednou, kdy se rostliny sekají v době, když jsou semena ve spodní polovině květenství samičích rostlin v plné zralosti a v horní polovině v mléčné zralosti. Semena nejprve uzrávají v nejnižších větvích a nejpozději na nejvyšších (Bouloc et al., 2013; Petříková et al., 2006). Předčasná sklizeň vede ke snížení klíčivosti semene i obsahu oleje, k větší energetické náročnosti při dosoušení semene. Opožděná sklizeň pak způsobuje výdrol semene, větší ztráty při sklizni, zejména nejkvalitnějšího semene ze spodní části květenství (Šnobl, 2004). Běžnou metodou sklizně konopí na semeno je sklizeň sklízecí mlátičkou. Nejvíce se osvědčily sklízecí mlátičky s odstředivým separačním ústrojím. Nezbytná je také možnost vysokého nastavení žací lišty. Tyto sklízeče však mají společný fakt, že po sklizni semen, 26

musí dále zbytkové strniště (100 120 cm) posekat žací lišta. Semena konopí lze sklízet i jednofázově sklízecí mlátičkou se speciální úpravou, která rostliny současně odsemení a neuspořádaný stonek uloží zpět na povrch pozemku (Bjelková et al., 2015; Kocourková et al., 2014). Bezprostředně po sklizni je nutné sklizená semena vysušit, aby se nezapařila, neplesnivěla a neztratila tím klíčivost. Zapaření působí navíc jejich zhořknutí, což snižuje jejich kvalitativní hodnocení ve výkupu. Je třeba, aby po vysušení měla semena pouze 8 % vody. Výnosy semen bývají v ČR kolem 0,6 1,2 t/ha (Petříková et Weger, 2015). 3.4 Pěstování konopí pro farmaceutické účely Objev kanabinoidních receptorů v roce 1988 a endogenních molekul aktivujících tyto receptory roku 1992 vedl k objevení endokanabinoidního systému (Hajer, 2015). Kanabinoidy a zejména psychoaktivní Δ 9 -THC jsou látky slibné pro vývoj nových léků a mají vysoký terapeutický potenciál (Farag et Kayser, 2015). Používání konopí jako léku se stále častěji stává tématem veřejné diskuse v rostoucím počtu zemí po celém světě (Hazekamp, 2006). Pěstování konopí je jedním z nejrychleji se rozvíjejících zemědělských odvětví na světě. Jedná se o kombinaci zemědělství a vědy (Focus, 2017). Nezbytným požadavkem pro každé léčivo je přesné stanovení jeho složení, jež pomáhá předcházet nečekaným překvapením vycházejícím z účinků, síly a čistoty daného produktu. Tento proces začíná u rostlinného léku, kterým je i konopí, přísnou kontrolou a monitorováním podmínek, za jakých jsou rostliny pěstovány (Hazekamp, 2014). Proces se nazývá standardizace produktu a zajišťuje neměnný obsah složek produktu. Standardizace má pro pacienty i předepisující lékaře zásadní význam, protože tam, kde není dodržována, mohou výkyvy v kvalitě vyvolávat problémy. Přípravek může nepředvídatelně interagovat s dalšími léky, vyvolávat neočekávané nežádoucí účinky, zhoršovat stávající zdravotní stav (nebo i vyvolávat nové obtíže), nebo naopak nemusí mít takový účinek, jaký se od něj očekává (Bedrocan, 2017). Standardizace podmínek během pěstování musí zahrnout následující parametry: - kultivar výchozí rostliny (druh, poddruh, odrůda, chemotyp) - kultivační substrát - osvětlení - vlhkost vzduchu - teplota - zavlažování 27

- větrání - stáří rostliny v době sklizně - sklizeň a posklizňová úprava (SÚKL, 2013). 3.4.1 Kultivar výchozí rostliny Materiály určené k množení musí být botanicky identifikovány druhem, poddruhem, odrůdou, chemotypem. Původ rostlinného materiálu musí být dohledatelný (SÚKL, 2013). Mezi rostlinami stejné odrůdy však existují znatelné rozdíly v koncentracích THC a dalších obsahových látek. Rozdíly jsou dostatečně velké na to, aby je mohl pacient zaznamenat při užívání. Ve výzkumech byly zjištěny až pětinásobné rozdíly v koncentraci THC. Pokud se však vezme v úvahu celá skupina rostlin stejné odrůdy, je relativně homogenní v koncentracích kanabinoidů (Frank et Rosenthal, 1992). Aby pro léčebné použití byly zajištěny stále stejné koncentrace kanabinoidů a neměnila se variabilita rostlin, mohou pro produkci konopí pro léčebné účely být použity pouze řízky samičích rostlin (SÚKL, 2013). Řízkování umožňuje rostliny konopí cíleně namnožovat. Celou novou úrodu je možné vypěstovat z nejlepších rostlin. Mohou být vybrány největší a nejzdravější rostliny a nové potomstvo bude mít stejnou genetickou strukturu: poroste stejně rychle jako matečná rostlina. Navíc se ušetří mnoho času (Dupal, 2010). Společnost Bedrocan vyvinula unikátní postup pro standardizaci konopí ve formě celých samičích květenství (tzv. palic). Místo mísení různých částí rostliny se standardizace dosahuje již ve stadiu růstu rostliny. Výsledkem je konečný konopný produkt, který je plně standardizován ve své původní formě palice (Bedrocan, 2017). 3.4.2 Kultivační substrát Kultivační substrát neboli pěstební médium je prostředí, ve kterém se vyvíjejí kořeny. Musí obsahovat mnoho kyslíku a mít středně vysokou teplotu, je nutné dodávat přiměřené množství vláhy a zároveň vodu dostatečně odvádět. Existují dva hlavní druhy substrátů: pro pěstování v půdě a pro pěstování bez půdy neboli hydroponie (Adams, 2012). Konopí pro léčebné použití musí být pěstováno v půdě/substrátu nezatížené kontaminací, např. těžkými kovy, zbytky pesticidů nebo jiných chemických látek (SÚKL, 2013). 3.4.2.1 Pěstování v půdě Půdní substrát je pěstební médium, které již obsahuje některé výživné látky. Není inertní, jak je tomu u pěstebních médií používaných v hydroponii. Prakticky se pěstování v půdním substrátu liší od hydroponie především četností zalévání, způsobem hnojení a dél- 28

kou vývoje rostlin, který je o něco pomalejší než v hydroponii (José, 2012). Pěstování v půdě napodobuje prostředí z přírody. Při pěstování rostlin v půdě je doporučeno používat především organická hnojiva. Organická hnojiva nejsou tak agresivní jako chemická, neznečišťují životní prostředí a umožňují vypěstovat velmi kvalitní rostliny. Při nesprávném použití chemických hnojiv rostlina získá hořkou a nepříjemnou chuť pokud již rostlina nebyla chemikáliemi spálena (Adams, 2012). Organicky vypěstované rostliny neobsahují žádný chemický zbytek, který může zůstat v rostlinném pletivu po sklizni. Dusičnany a další látky používané v chemických hnojivech mohou být totiž škodlivé při inhalaci (Thomas, 2012). 3.4.2.2 Pěstování bez půdy Pěstování bez půdy nebo také hydroponie je využíváno v mnoha aspektech výzkumu biologie rostlin, jako je výživa rostlin, toxicita těžkých kovů, identifikace nedostatku živin, screening na abiotický stres, screening na toxicitu hliníku, křenové funkce a anatomie kořenů (Shavrukov et al., 2012). Jedná se o pěstování v živném roztoku, který obsahuje všechny potřebné živiny a minerály důležité pro rostlinu. Při hydroponickém pěstování se nepoužívají půdní substráty, ale inertní materiály, většinou anorganického původu (rockwool, perlit, vermikulit ), které slouží jako prostor pro kořeny a podpora rostlin. Díky tomuto systému rostou rostliny rychleji, více plodí a jsou méně náchylné k chorobám. V hydroponickém systému může pěstitel řídit a přizpůsobit požadavky na živiny optimálním úrovním spotřeby. Na rozdíl od pěstování v půdě, kde rostlina musí živiny vyhledávat a za tím účelem rozvinout rozsáhlý kořenový systém, jsou hnojiva, používána při hydroponii, okamžitě dostupná v nejčistší formě. Oběh živného roztoku navíc zaručí dobré okysličení kořenů, které podmiňuje příjem minerálů rostlinou. Čím více kyslíku je kořenům k dispozici, tím více živin rostlina absorbuje. Systémy je však potřeba pečlivě monitorovat, protože problémy s živným roztokem mohou mít negativní dopad na rostliny (Adams, 2012; José, 2012; Thomas, 2012). Při hydroponickém pěstování, jak již bylo zmíněno, lze použít různá média, která slouží jako opora pro kořeny a zásobárna kyslíku. Nejobvyklejší jsou: rockwool, keramzitové granule, perlit, vermikulit a kokosové vlákno. V závislosti na struktuře média a jeho schopnosti zadržovat vodu a minerály je nutné používat různé způsoby zavlažování. Média, která zadržují vodu, jsou zavlažovány v cyklech. Pokud médium vodu vůbec nezadržuje, je nutné zavlažovat jej nepřetržitě (Adams, 2012). Rockwool je vyroben ze ztuhlé lávy, která je zkapalněná při teplotě 1500 C. Jedná se o materiál mírně alkalický, ale inertní a nerozkládá se. S 95% pórovitostí dokáže velice dobře 29

zadržovat vodu (Resh, 2015). Rockwool lze využít jak v aktivních, tak i pasivních hydroponických kultivačních systémech. Ačkoli je možné jej sterilizovat a znovu použít, většinou se používá pouze jednou (Pssurvival, 2004). Keramzitové granule se využívají hlavně pro hydroponické pěstování rostlin. Jedná se o 100 % přírodní, inertní materiál bez jakýchkoliv příměsí. Tento materiál neovlivňuje ph živného roztoku, ten se tak již nemusí nijak upravovat. Keramzit se získává extrudováním jílu při teplotě 1200 C. Tento materiál je nenasákavý, moc se neobrušuje, takže nevznikají nežádoucí nečistoty a mezi jednotlivými kousky vzniká dostatek místa, kde je tma, vzduch a potřebná vlhkost. V těchto podmínkách se skvěle daří kořenům a potažmo celým rostlinám. Rostliny jsou pak silnější, rostou rychleji než v běžném substrátu a na jejich pěstování stačí mnohem menší nádoba. Navíc v menší míře podléhají různým chorobám a uhnívání kořenů (José, 2012; Pupík, 2013). Perlit je amorfní vulkanické sklo, které bylo upraveno teplotou okolo 900 C. Skládá se z malých bílých granulí, které jsou porézní a velmi lehké. Perlit se jako samostatné pěstební médium v hydroponii nepoužívá a slouží především jako substrát pro řízky nebo při klíčení. Pro svou vynikající propustnost se často využívá jako doplněk půdních substrátů v poměru přibližně jedné čtvrtiny směsi (Adams, 2012; José, 2012). Vermikulit je minerál, který se dá použít jako součást směsi hydroponických pěstebních médií. Vermikulit výborně zadržuje vodu a používá se ve směsi s dalšími substráty, jako je perlit, keramzitové granule, nebo půda v poměru jeden díl vermikulitu na pět až deset dílů substrátu. V ČR se vermikulit příliš často nevyužívá. Jeho nevýhodou totiž je, že se po chvíli rozpadá a usazuje (Adams, 2012; José, 2012). Kokosové vlákno patří mezi oblíbená pěstební média. Používání kokosového vlákna představuje významný krok vpřed v organických půdních médiích. Vyniká především vynikající schopností zadržovat vodu, a přesto zajišťuje dostatek vzduchu jako je tomu u perlitu, nicméně je to zcela organické médium (Roberto, 2014). Kokos lze pro pěstování používat samostatně, nebo v kombinaci s dalšími pěstebními médii. Nejčastěji se kokos mísí s perlitem nebo keramzitem, čímž se zvyšuje jeho propustnost, a to ve smyslu propustnosti vody i kyslíku. Kokos určený pro pěstování rostlin se získává drcením kokosového vlákna, které se několikrát čistí, aby byl substrát inertní (José, 2013). Výhodou kokosového vlákna jsou jeho značné fungicidní a antibakteriální vlastnosti. Před použitím kokosového vlákna je však nutné jej odsolit několikanásobným propláchnutím sladkou vodou (Adams, 2012). 30

3.4.3 Osvětlení Dobré světlo je základním předpokladem pro dobrou sklizeň. V kombinaci s oxidem uhličitým a vodou a s využitím energie ze světla může rostlina vytvářet materiál, ze kterého je složena. Tento proces se nazývá fotosyntéza (Adams, 2012). Růst rostlin je ovlivněn množstvím a kvalitou světla, které jim je poskytnuto. Kvalita světla se vztahuje k intenzitě a spektru barev obsažených ve světle, protože různé barvy světla ovlivňují rostlinu různými způsoby. Různé rostliny vyžadují různé délky denního světla, neboli fotoperiodu. Fotoperioda ovlivňuje kvetení rostlin a v mnoha případech musí být přesná, aby indukovala kvetení určitých druhů. Navíc různé typy rostlin vyžadují různé intenzity osvětlení, proto je důležité seznámit se s přirozenými podmínkami, ve kterých rostliny rostou (Roberto, 2014). 3.4.3.1 Fotoperioda Fotoperioda je spolehlivým ukazatelem období roku, což umožňuje, aby vývojové události rostlin byly naplánovány tak, aby se shodovaly s konkrétními podmínkami prostředí (Jackson, 2009). Fotoperioda ovlivňuje mnoho aspektů růstu a vývoje rostlin, včetně dormance, tvorby zásobních látek a také kvetení (Lopez et Currey, 2014). Díky znalosti, jak dokáže fotoperioda ovlivnit vývoj rostlin, lze manipulovat s délkou osvětlení ve prospěch vegetativního růstu nebo kvetení (Runkle, 2002). Konopí potřebuje pro růst osmnáct hodin světla a šest hodin tmy, pro kvetení potřebuje dvanáct hodin světla a dvanáct hodin tmy (Adams, 2012). 3.4.3.2 Intenzita světla Intenzita světla se vztahuje k celkovému množství světla, kterému jsou rostliny vystaveny. Na rozdíl od kvality světla světelná intenzita nezahrnuje vlnovou délku ani barvu (Bareja, 2011). Intenzita světla ovlivňuje rychlost růstu, objem a kvalitu úrody (Adams, 2012). Při nízké světelné intenzitě mají rostliny tendenci vytahovat se za zdrojem světla. Rostliny jsou pak řídce olistěny s velkými rozestupy mezi patry (Patten, 2002). Konopí je, co se světla týče, velmi náročné. Doporučuje se nejméně 30000 lm/m 2. Pro větší objemy potom 50000 lm/m 2 až 70000 lm/m 2 (Adams, 2012). 3.4.3.3 Spektrum světla Ke správnému vývoji potřebují rostliny nejen dostatek světla, ale hlavně to správné světelné spektrum. Při indoor pěstování se používají různé typy světelných zdrojů, které vyzařují různé množství světla, zasahující do různých částí světelného spektra. Světelné spektrum obsahuje tzv. spektrální barvy, které odpovídají různým intervalům vlnových délek. Lidské 31

oko je schopno vnímat vlnové délky v rozmezí cca od 400 do 800 nm (José,2012). Spektrální citlivost rostlin je však od lidského oka odlišná a větší citlivost se projevuje v krajních oblastech spektra, v modré a červené kdy je fotosyntéza nejúčinnější (Hladký, 2010). Modré světlo od 430 do 450 nm podporuje růst kořene a intenzivní fotosyntézu. Čím více modrého světla se rostlině dostává, tím více otevírá průduchy, což zrychluje její metabolismus a tím i urychlí růst a vývoj rostliny. Červené světlo v rozmezí 640 až 680 nm stimuluje rychlý růst stonků, intenzivní kvetení a produkci chlorofylu. Červená barva ve světle ovlivňuje také chuť, protože zvyšuje koncentraci speciálních olejů v rostlinách Ostatní barvy přispívají také, ale studie ukazují, že červené a modré světlo je nejlepší pro řízení fotosyntézy. Na zelenou barvu rostliny nejsou příliš citlivé a zelené spektrum odrážejí, jelikož rostliny pro absorpci tohoto záření postrádají receptory. To je pravděpodobně důvod, proč jsou rostliny vypěstované výhradně v zeleném světle mimořádně slabé a zřídka dokončí svůj růst (Datko, 2012; Kroeze, 2018). Obrázek 6: Světelné spektrum využívané rostlinami. Zdroj: https://www.huedaled.com/product/led-grow-light/led-grow-strip-plant-light/ 32

3.4.4 Vlhkost vzduchu Vlhkost značí množství vodních par ve vzduchu a dá se vyjádřit jako: absolutní vlhkost, specifická vlhkost nebo relativní vlhkost. Při pěstování konopí je nejdůležitější relativní vlhkost vzduchu. Relativní vlhkost vzduchu je poměr mezi aktuálním množstvím vodních par ve vzduchu a maximálním množstvím vodních par, které je vzduch o dané teplotě schopen poutat (Anderson, 2015). Při nízké vlhkosti je růst rostlin často omezen. Spodní listy opadávají, růst je pomalý a celková kvalita není příliš dobrá. Příliš vysoká vlhkost je také problémem, protože se zpomaluje příjem vody rostlinou, fotosyntéza a také růst rostlin což má za následek snížení výsledné kvality (Peery, 2017). Optimální vlhkost ve vegetativní fázi se pohybuje v rozmezí 60 80 %. Vlhkost rostlinám prospívá, ale zároveň tvoří ideální podmínky pro vznik plísní, a to zejména v posledních 2-4 týdnech květové fáze. V tomto období je naopak lepší udržet relativní vzdušnou vlhkost v rozmezí 40-50 % (José, 2012). Pro optimální udržení vlhkosti a zajištění výměny plynů a vodních par mezi rostlinou a prostředím je vhodné zajistit cirkulaci vzduchu (Chandra et al., 2017). 3.4.5 Teplota Teplota je primárním faktorem ovlivňujícím rychlost vývoje rostlin (Hatfield et Prueger, 2015). Konopí je typickou mezofytní rostlinou (suchozemské rostliny přizpůsobeny mírnému prostředí, které není ani příliš vlhké ani příliš suché) (Clarke et Merlin, 2013). Mezofytní rostliny mají pro svůj optimální růst a vývoj relativně úzký teplotní rozsah asi 10 C. Mimo tento rozsah optimálních teplot může na rostlinách docházet k různým poškozením, jen se odvíjejí od délky působení těchto teplot. Teplotní stres může vést k poškození membrán a enzymů, může blokovat fotosyntézu a nízké teploty mohou vést k tvorbě ledových krystalků a dehydrataci rostliny (Ördög et Molnár, 2011). Teplota v pěstební místnosti by se během dne měla pohybovat v rozmezí 21 27 C, noční teplota by pak neměla klesnout pod 15 C (Thomas, 2012). Při nízkých teplotách v noci se nesprávně a zpomaleně vyvíjí kořenový systém, při teplotě vyšší než 30 C přes den se zpomaluje příjem živin, což má také negativní dopad na růst (Neighbourhood, 2011). Velké výkyvy teplot způsobují větší rozestupy jednotlivých pater rostlin. Cílem je však získat menší rozestupy mezi patry. Nižší a hustější rostliny je totiž možno snadněji osvětlit potřebnou intenzitou světla (José, 2012). 33

3.4.6 Zavlažování Voda patří mezi nejdůležitější abiotické faktory prostředí ovlivňující růst a produkci rostlin (McElrone et al., 2013). Množství a četnost zálivky se odvíjí od velikosti rostlin, velikosti pěstební nádoby, použitého substrátu, teploty vzduchu, vlhkosti a cirkulace vzduchu (Frank et Rosenthal, 1992). Mezi nejdůležitější body zavlažování patří: teplota živného roztoku, optimální ph, pravidelnost zavlažování a správný poměr hnojiv (José, 2012). Teplota živného roztoku by se měla blížit pokojové teplotě a měla by být v rozmezí 22-25 C, aby rostliny netrpěly šokem z příliš studené nebo příliš teplé vody. Hodnota ph je velice důležitá a její správná výše určuje množství živin, které je rostlina schopna absorbovat, což ovlivňuje zdravotní stav a kondici rostlin. Ideální hodnota ph pro konopí pěstované v půdě by měla být 6,5 a pro konopí pěstované hydroponicky pak 5,5. Důležitá je také pravidelnost zavlažování. Zálivku je třeba si pečlivě hlídat. Nelze jednoduše říct, jaké množství živného roztoku a jak často aplikovat. Každá pěstírna má jiné parametry. Pro pěstování v půdě s manuálním zaléváním se doporučuje nechat půdu před další zálivkou trochu vyschnout, ale ne zcela. V tomto případě je vhodné velmi pozorně sledovat vlhkost půdy a dle potřeby provést zálivku. Při hydroponickém pěstování se pak využívá pasivních nebo aktivních systémů zavlažování. Pasivní systém se obvykle skládá z květináče naplněného směsí různých substrátů, které se zavlažují manuálně, nebo jsou umístěny v malém množství živného roztoku. Aktivní systémy se skládají z květináčů naplněných substrátem, které jsou automaticky zavlažovány živným roztokem, a to buď nepřetržitě, nebo v cyklech. Správný poměr hnojiv v živném roztoku lze zjistit z hodnoty EC (electric conductivity = elektrická vodivost), která nám udává množství iontů rozpuštěných solí v živném roztoku. Čím vyšší je hodnota EC, tím více je v roztoku obsaženo živin. Optimální hodnoty EC se pohybují v rozmezí 0,8-1,3 pro sazenice, 0,5-1,3 pro klony, 1,3-1,7 během vegetační fáze a 1,2-2 ve fázi kvetení (Adams, 2012; Cannabis, 2017; José, 2012; Thomas, 2012, Trejo-Téllez et Gómez-Merino, 2012). 3.4.7 Větrání Během vegetativní a květové fáze rostlin je potřeba zajistit přívod čerstvého vzduchu a jeho cirkulaci (Green, 2017). Větrání slouží k výměně plynů mezi prostředím a rostlinou a také k udržení požadované teploty a vlhkosti vzduchu. Bez potřebné cirkulace vzduchu by mohlo docházet k nadměrnému zahřívání pěstebního prostoru a ke vzniku přílišné vlhkosti vzduchu, což by zvyšovalo riziko výskytu škůdců, plísní a chorob (Schiller, 2016). Vhodné 34

cirkulace vzduchu je možno docílit instalací několika ventilátorů (Chandra et al., 2017). Ventilátory je možno rozlišit podle použití a podle jejich konstrukce na dva základní typy: Potrubní (axiální) ventilátory a prostorové (radiální) ventilátory (José, 2012). 3.4.7.1 Potrubní ventilátory Axiální ventilátory slouží k přívodu vzduchu do pěstírny a jeho následnému odvodu ven. Vzduch díky nim proudí ve směru otáčeného kola, což je princip dobře známý z běžných pokojových větracích zařízení (Tichý, 2015). Tyto ventilátory jsou především používány tam, kde je požadován velký až nadměrný průtok vzduchu bez vysokých nároků na dopravní tlak (Drkal et Zmrhal, 2013). Potrubní ventilátory jsou vyráběny v různých variantách, mezi kterými jsou rozdíly především v hlučnosti a množstvím vzduchu, které jimi může projít za určité časové období (José, 2012). 3.4.7.2 Prostorové ventilátory Mimo přívodu a odvodu vzduchu je důležité neustále promíchávat vzduch v pěstírně. Horký vzduch přirozeně stoupá vzhůru, zatímco studený zůstává u země (José, 2012). Díky proudění vzduchu, které s pomocí radiálních ventilátorů vzniká, dochází k vyrovnávání teploty a vlhkosti v pěstebním prostoru a všechny rostliny tak mají zajištěno stejné klima nestane se tedy, že jedna rostlina bude v prostoru s vyšší teplotou a ve vlhku, zatímco jiná bude v chladu a na suchu (Tichý, 2015). Prostorové ventilátory musí být dostatečně výkonné, aby dokázali rozhýbat vzduch v celém větraném prostoru (José, 2012). Ventilátory bývají nejčastěji umístěny naproti sobě diagonálně k systému přívodu a odvodu vzduchu (Adams, 2012). 3.4.8 Stáří rostliny v době sklizně Genetika rostlin a prostředí, ve kterém se rostliny nacházejí ovlivňují květovou fázi. Samičí rostliny začínají tvořit první květy v prvním až druhém týdnu květové fáze, kdy jsou rostliny vystaveny fotoperiodě 12 hodin světla (Patten, 1991). Obecně sklizňové zralosti rostliny dosahují po 50 70 dnech (Glick, 2001). Během květové fáze se na samičích rostlinách tvoří pestíky, které jsou bílé a zvětšují se značnou rychlostí (Adams, 2012). Pestíky nejsou stále stejně barevné. Právě v průběhu kvetení a dozrávání dochází k změně jejich barvy na tmavě hnědou, fialovou či oranžovou (José, 2012). Zrání patří mezi nejobtížnější fáze pěstování konopí. Rostlina musí dozrát a sklizeň musí proběhnout ve správný okamžik (Adams, 2012). Obecně se uvádí, že rostlina dosahuje plné zralosti v době, kdy je většina pestíků (2/3) hnědá (Glick, 2001). Tato metoda určování sklizně však nemusí být pro medicinální konopí dostačující. K určení sklizně se proto využívá přesnější metody, která spočívá 35

v kontrole žláznatých trichomů pomocí mikroskopu (Osborn, 2017). Žláznaté trichomy jsou výčnělky na pokožce rostlin konopí, které obsahují kanabinoidy (Glick, 2001). V první fázi jsou trichomy čiré a vypadají, jako by byly vytvořeny ze skla. Toto je první etapa jejich vývoje a zároveň doba, kdy se rostliny stále vyvíjí a není tudíž vhodné je sklízet. Při příliš brzké sklizni se není tak vysoký výnos, struktura květů je nekompaktní a obsah účinných látek není dostačující. Po pár týdnech lze zpozorovat mléčné zbarvení trichomů (Osborn, 2017). V tomto období rostliny tvoří maximální množství pryskyřice, obsahují nejvyšší koncentrace THC a zároveň dochází ke změnám v koncentracích terpenoidů, což ovlivňuje povahu psychoaktivního účinku pryskyřice (Clarke, 1981). Tímto nastává nejvhodnější období pro provedení sklizně. Pokud není provedena sklizeň a rostliny ještě dále kvetou, dojde v několika dnech až týdnech k přezrání rostlin, což se na trichomech projeví změnou barvy z mléčně bílé až na jantarovou. V tomto období již dochází k degradaci THC což na pacienty, kteří konopí užívají, působí sedativně (Osborn, 2017). 3.4.9 Sklizeň a posklizňová úprava Ještě před sklizní se provádí takzvaný flushing. Flushingem se rozumí proplachování substrátu pouze čistou vodou poslední týden před sklizní. Tímto se zajistí využití zbytků živin rostlinou a pozitivně je ovlivněna i chuť výsledného produktu (Teller, 2015). Na konci pěstebního procesu jsou rostliny odstřiženy u báze a nechány sušit v suchém odvlhčeném prostředí (Chandra et al., 2017). Rostliny při sklizni obsahují přibližně 75 % vody, kterou je potřeba sušením snížit na 8 10 % (Widowmaker, 2006). Rostliny se obvykle ihned obírají. Obírání rostlin se provádí tak, že se květy rovnou oddělí od stonků, taktéž se odstraní listy a suší se už jen jednotlivé paličky. Dalším způsobem sklizně je pak ustřižení rostlin u báze a ponechání rostlin vcelku (José, 2012). Následně jsou rostliny zavěšeny do temné chladné místnosti, aby bylo zabráněno napadení houbovými chorobami. Ponechání rostlin vcelku při sušení má několik výhod. Za prvé, listy visící okolo květů tvoří ochranu před nárazy a otíráním (Thomas, 2012). Za druhé, pokud jsou listy odstraněny, zmenší se objem rostliny, takže vyschne rychleji. Za třetí, pokud jsou listy na rostlině i během sušení, odpařuje se přes ně vlhkost a snižuje se riziko výskytu plísně na květu. Teplota v místnosti by se měla pohybovat mezi 17 a 18 C a relativní vlhkost vzduchu okolo 70 % - předejde se tak příliš rychlému sušení. Čím pomaleji rostlina usychá, tím lepší bude mít chuť, protože spotřebuje maximum chlorofylu a přemění ho na cukr (Adams, 2012). Sušení rostlin probíhá po dobu přibližně jednoho až dvou týdnů (Teller, 2015). Správně usušení rostliny lze poznat tak, že by listy měly být suché a křehké, ale stonek a květy stále pružné (Adams, 2012). 36

Následnou operací je třídění, které umožní docílit jednotnou kvalitu každé šarže. Kvalita vyšších tříd nebude snižována. Rostliny jsou tříděny obvykle na hlavní vrcholové květenství, menší postranní květenství, květenství nedozrálé, listy poblíž květů a naposledy trsy listů a samotné listy. Je to důležité, neboť rozdíly v potenci jsou značné (Dupal, 2010). Následující fází je curing neboli zrání, což je proces, při kterém se usušené samičí květenství upravuje do finální podoby. Tento proces vede především ke zlepšení vůně, chuti a struktury. Cílem je dostatečně pomalu odstranit zbytkovou vlhkost tak, aby proběhly biologické procesy, které přeměňují cukry a škrob na neškodné aromatické látky. Při zrání je nutno dodržet správný postup, jelikož špatný postup může vést k snížení množství obsahových látek (Widowmaker, 2006). Existuje mnoho postupů uplatňovaných v této fázi, jež byly obvykle popsány zpracování tabáku a odtud převzaty (Dupal, 2010). Nejčastěji je používán způsob, kdy jsou z palic odstřihávány stonky a přebytečné listy a palice jsou následně uzavřeny do nádob. Po několika hodinách dojde na stěnách nádoby ke srážení vlhkosti, nádoba se na pár hodin otevře a palice se nechají znova proschnout (Teller, 2015). Po proschnutí se nádoba uzavře. V následujících dnech, po dobu několika týdnů se celý proces opakuje (Green, 2017). Jakmile je konopí sklizeno, vysušeno a upraveno do finální podoby, je důležité jej vhodně skladovat, aby si zachovalo čerstvost (Bennett, 2017). Při vhodných podmínkách skladování lze léčivé rostliny bez újmy skladovat i na delší dobu, a naopak při špatném skladování dochází ke ztrátám na kvalitě (Sedláčková, 2015). Kvalitu produktu lze zajistit optimalizací skladovacích podmínek jako je teplota, vlhkost vzduchu, světlo nebo přístup kyslíku (Bennett, 2017). Všeobecně je vhodné rostliny skladovat v suchém, čistém, stinném, a hlavně chladném prostředí (Sedláčková, 2015). Stejně jako při curingu, i zde se pro skladování doporučuje použít tmavé, vzduchotěsné nádoby, aby se zabránilo zhoršení kvality produktu působením světla a vzduchu (De la Luz, 2013). Jak uvádí Fairbairn et al, (1976) světlo má na kvalitu konopí nepříznivý vliv a bylo prokázáno, že v temném prostředí jsou obsahové látky v konopí podstatně stabilnější. Pokud je konopí během skladování vystaveno proudění okolního vzduchu, může dojít k rychlému snížení účinnosti a nadměrnému vysušení, což vede k celkovému snížení kvality produktu. Kvalitu konopí ovlivňuje i vlhkost vzduchu, při které je konopí skladováno. Při příliš vysoké vlhkosti se vystavujeme riziku výskytu plísní (Stamberger, 2018). Takto poškozené konopí nelze využít k léčebným účelům. Optimální vlhkost vzduchu pro skladování konopí je v rozmezí 60 65 % (Bennett, 2017). Dalším vlivem působícím na kvalitu konopí je teplota. Pokud je konopí skladováno při pokojové teplotě, dochází k dekarboxylaci a degradaci THC (Lindholst, 2010). Vomáčka (2017) uvádí, že konopí skla- 37

dované při nulových a mínusových teplotních podmínkách dosahuje menších ztrát v obsahových látkách. Optimální je skladovat vakuované vzorky při teplotě 20 C. 38

4 MATERIÁL A METODIKA Experiment posuzuje vliv světelného spektra a zastřihování rostlin konopí na jejich výnos a fyziologii. Pokus byl založen v laboratoři Ústavu biologie rostlin Mendelovy univerzity v Brně. Tento pokus byl rozdělen do dvou variant světelného spektra, které byly dále rozděleny do 3 skupin s odlišnou metodou zastřižení. V průběhu experimentu byly u rostlin nedestruktivní metodou měřeny vybrané fluorescenční parametry chlorofylu a na konci experimentu byl hodnocen výnos a obsahové látky rostlin. Použitý materiál a metodika je uvedena dále v textu. 4.1 Použitý materiál a zařízení 4.1.1 Biologický materiál K experimentu byly vybrány dva chemotypy samičích rostlin rodu Cannabis sativa L. s označením A13 a C7 (CBD Botany, Spain), pěstované v laboratoři Ústavu biologie rostlin Mendelovy univerzity v Brně. Jedná se o mateřské rostliny, které slouží pro produkci klonů. Pro experiment bylo vyprodukováno 12 řízků z každé rostliny. Na řeznou plochu řízků byl nanesen přípravek Rhizopon (Rhizopon) obsahující fytohormony auxinového typu, aby se podpořilo zakořeňování a následně byly umístěny do rockwoolových kostek o rozměrech 40x40x40 mm. Řizky byly udržovány při teplotě 24 C, relativní vlhkosti vzduchu 90 % a fotoperiodě 18/6, aby zakořenily. Po 14 dnech byly rostliny přesunuty do pěstební komory Climacell 707 EVO line (BMT Medical Technology s.r.o.). 4.1.2 Pěstební komora Inkubační komora Climacell 707 EVO line dokáže díky široké škále nastavitelných parametrů jako je teplota, vlhkost vzduchu, koncentrace CO2 v atmosféře nebo úprava barevných světelných LED zdrojů pro pěstování rostlin, zajistit stálost zvolených klimatických podmínek. Inkubační komora byla pro potřeby experimentu rozdělena na dvě varianty osvětlení. První variantu osvětlení tvořila kombinace barevného LED osvětlení vyzařující červené světlo o vlnové délce 630 680 nm a modré světlo o vlnové délce 420 490 nm v poměru 1:1. Druhou variantu tvořilo bílé LED osvětlení produkující kompletní viditelné spektrum. Ve vegetačním období (první 2 týdny) byla nastavena fotoperioda 18/6. V průběhu světelné fáze byla udržo- 39

vána teplota 24 C a relativní vlhkost vzduchu 60 %. V temnostní fázi teplota klesla na 18 C a relativní vlhkost vzduchu stoupla na 70 %. Po dvou týdnech byla změněna fotoperioda k indukci kvetení na 12 hodin světla a 12 hodin tmy. V této fázi byla v inkubační komoře během dne udržována teplota 24 C a relativní vlhkost vzduchu 50 %. V průběhu noci byla teplota udržována na 18 C a vlhkost vzduchu na 60 %. 4.1.3 Pěstební medium Jako pěstební medium pro experiment byly zvoleny rockwoolové kostky typu Grodan Delta Hugo o rozměrech 15x15x14 cm (Grodan). Tyto kostky byly rozděleny na dvě poloviny o rozměrech 15x15x7,5 cm, do kterých byly následně zasazeny zakořeněné řízky rostlin. Jak uvádí výrobce, tyto kostky jsou vhodné jak do aktivních, tak do pasivních systémů zavlažování. Výhoda spočívá v optimálním rozložení a distribuci vody a vzduchu pro rostliny po celou dobu růstu, což podporuje tvorbu silného kořenového systému a růst zdravých a homogenních rostlin. 4.1.4 Hnojiva K zajištění výživy rostlin v průběhu experimentu byl použit balíček hnojiv Starterpack Urban značky JUNGLE indabox (Mikrolab s.r.o.). Jedná se o třísložkový komplex hnojiv minerálního původu a synergicky působících biologických doplňků vhodných pro pěstování v půdě i pro hydroponii. Hnojiva jsou vytvořena především pro pěstování léčivých rostlin a potravin nezatížených negativními vlivy životního prostředí. Starterpack obsahuje složku A, jenž slouží jako kořenový stimulátor, M obsahující mikroprvky a také složku B sloužící jako květový aktivátor. 4.2 Metodika měření 4.2.1 Zastřižení rostlin U rostlin konopí je silně vyvinutá apikální dominance způsobená auxiny. Auxiny produkované apikálním meristémem rostlin inhibují růst postranních větví. Odstraněním vrcholku rostlin lze růst postranních větví podpořit (Sideman et Saunders, 2014). Zaštipování pomáhá zajistit dostatek světla pro všechny části rostlin, což může vést k vyššímu množství sklizeného materiálu (Baskaran et Abirami, 2017). Rostliny v experimentu byly rozděleny do 3 variant. První variantu tvořily rostliny zastřiženy technikou TOP, druhá varianta byla zastřižena technikou FIM a třetí varianta byla bez zastřižení a sloužila jako kontrola. Zastřižení rostlin 40

technikou TOP spočívá v odstranění celého vrcholku rostlin těsně nad pupeny, což způsobí jejich rychlejší a silnější růst. Zaštipování technikou FIM je pak podobné technice TOP. Rozdíl spočívá v tom, že při zaštipování rostlin technikou FIM se neodstraní celý vrcholek, ale přibližně 10 % vrcholku se ponechá. Výsledkem takovéhoto zaštípnutí by mělo být více vrcholků něž je tomu u techniky TOP (Cervantes, 2006). Obrázek 7: Znázornění zastřižení metodou TOP a metodou FIM (Zdroj: https://www.autoflowering-cannabis.com/autoflower-topping-fiming) 4.2.2 Fluorescence chlorofylu Fluorescence chlorofylu udává množství světla, které je znovu emitováno molekulami chlorofylu při návratu z excitovaného do základního stavu. Používá se jako indikátor konverze fotosyntetické energie ve vyšších rostlinách, řasách a bakteriích (Lu et Zhang, 1999). Excitované molekuly chlorofylu vyzařují absorbovanou světelnou energii k pohánění primárních fotochemických reakcí, které iniciují fotosyntetickou přeměnu zářivé energie na biochemicky využitelnou formu a vedou k separaci náboje v reaktivních centrech fotosystému II a fotosystému I, nebo je disipována nefotochemickou cestou přeměnou na teplo a fluorescenci (Roháček, 2006). Analýza fluorescence chlorofylu se stala nejvýznamnější a nejrozšířenější metodou využívanou ke studiu fyziologie rostlin (Maxwell et Johnson, 2000). Jedná se o efektivní metodu, kterou lze stanovit efektivitu fotosystému II (Jordan, 1996). 41

K měření fluorescenčních parametrů rostlin byl využit přístroj FluorPen FP 100 (Photon Systems Instruments). Jedná se o přenosný fluormetr, který umožňuje rychlé a přesné měření parametrů fluorescence chlorofylu. Tento přístroj je díky velké interní paměti, bateriovému napájení a jednoduchému dvoutlačítkovému ovládání vhodný nejen pro měření v laboratorních, ale i polních podmínkách. Měření parametrů fluorescence chlorofylu bylo provedeno ve třech termínech (druhý, čtvrtý a šestý týden květové fáze). Z každé varianty zastřižení byly měřeny 3 rostliny. Měřeny byly hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu fotosystému II, nefotochemické zhašení a rychlá fáze fluorescenční indukce (OJIP křivka). Všechna měření probíhala ve stejnou denní dobu a před vlastním měřením bylo třeba rostliny adaptovat na tmu. K adaptaci rostlin na tmu byla použita hliníková fólie, kterou byl zatemněn každý měřený list na dobu 15 minut (Roháček et al., 2008). Po adaptaci rostlin na tmu probíhalo měření listů rostlin na jejich adaxiální straně. U měřícího přístroje byly během měření nastaveny parametry f-pulse 30 %, F-pulse 70 %, A-pulse 30 % a vlnová délka aktinického světla λ = 455 nm (modré světlo). Měření jednoho vzorku zabralo přibližně 3 minuty. Jakmile byly rostliny změřeny, byla data stažena do počítače pomoci programu FluorPen a převedena do programu Microsoft Excel pro další zpracování. Kvantový výtěžek elektronového transportu fotosystému II vyjadřuje reakci rostlin na stresové podmínky a je indikátorem funkčnosti reakčních center PSII. Kvantifikuje účinnost necyklického přenosu elektronů, stejně jako část fotonů absorbovaných v anténním komplexu fotosystému II a využívaných ve fotochemických procesech fotosystému II (Roháček et al., 2008). Tento parametr je stanovován jako podíl variabilní a maximální fluorescence rostlin adaptovaných na tmu. U zdravých rostlin jsou tyto hodnoty vždy blízké hodnotě 0,8, nezávisle na studovaném druhu rostlin (Fracheboud, 2006). Pokud je fotosyntetický aparát rostlin nebo celá rostlina vystavena působení stresu, dochází k negativnímu ovlivnění funkce fotosystému II a poklesu hodnot kvantového výtěžku elektronového transportu (Sochor et al., 2011). Nefotochemické zhašení udává energetické ztráty rostlin vyzařované anténním komplexem fotosystému II ve formě tepla a nabývá hodnot od 0 do nekonečna. U většiny rostlin nefotochemické zhašení nabývá hodnot od 0,5 do 3,5 (Maxwell et Johnson, 2000). Nefotochemické zhášení je vyvoláno tvorbou ph gradientu na thylakoidní membráně, jakož i aktivací četných regulačních mechanismů, které zajišťují efektivní zužitkování excitační energie a jsou schopny se vypořádat s fotoihibiční ozářeností nebo jiným druhem poškození fotosyntetických komplexů (Kyseláková, 2012). 42

Rychlá fáze fluorescenční indukce je definována jako přechodný proces fluorescence chlorofylu u rostlin adaptovaných na tmu nebo u fotosyntetizujících organismů v průběhu prvních pár vteřin poté, co byl vzorek vystaven krátkému (1 2 s) aktinickému záření (Pilářová, 2014). Křivka rychlé fáze fluorescenční indukce je charakteristická několika úrovněmi fluorescence chlorofylu označovanými jako O, J, I, P. Tyto úrovně odpovídají redoxním stavům fotosystému II a fotosystému I a účinnosti přenosu elektronů. Bod O značí počátek odpovídající minimální úrovni fluorescence chlorofylu a v temnostním stavu. Bod P pak značí maximální fluorescenci chlorofylu a. Fáze O-J značí fotochemické děje a jsou přímo závislé na intenzitě excitačního světla. Fáze J-I odráží redukci prvního chinonového akceptoru v PSII (QA) a fáze I-P následnou redukci druhého chinonového akceptoru v PSII (QB) a redukci plastochinonového (PQ) poolu (Fernandez-Jaramillo et al., 2012; Gautam et al., 2014; Roháček et al., 2008). 4.2.3 Stanovení výnosu a obsahových látek Rostliny byly v době zralosti sklizeny, došlo k separaci listů od květenství, které bylo následně sušeno v sušičce po dobu 6 hodin při teplotě 80 C. Po vysušení byly vzorky zváženy na analytických vahách. Jakmile byla stanovena hmotnost sušiny, bylo z každého vzorku naváženo 0,5 g květenství, a to bylo následně odesláno k analýze obsahových látek. V jednotlivých vzorcích byl pomoci metody UHPLC-MS/MS stanoven obsah CBDA, CBD, THCA a Δ 9 -THC. 43

4.3 Průběh experimentu Tabulka 3: Průběh experimentu a činnosti prováděné v jednotlivých týdnech. Průběh experimentu v týdnech Fotoperioda (hod.) den/noc 1. týden 18/6 2. týden 18/6 3. týden 18/6 4. týden 18/6 5. týden 12/12 6. týden 12/12 7. týden 12/12 Činnost Řízkování rostlin a příprava rostlinného materiálu na experiment. Přesun rostlin do Climacellu. Přesazení rostlin do rockwoolových kostek o rozměrech 15x15x7,5 cm. Vyřazení 1 rostliny z varianty BR chemotyp A13 z důvodu nedostatečného zakořenění a zastavení v růstu. Zastřižení jednotlivých rostlin. Vyřazení 1 rostliny z varianty W-FIM chemotyp A13 z důvodu nedostatečného zakořenění a zastavení v růstu. Vyřazení 1 rostliny z varianty W chemotyp A13 z důvodu nedostatečného zakořenění a zastavení v růstu. Měření parametrů fluorescence chlorofylu. Zpozorovány první problémy u rostlin z varianty BR chemotyp A13, BR-TOP chemotyp A13 a BR chemotyp C7. Kroucení listových čepelí směrem dolů, chloróza listů, tvorba nekrotických skvrn. 8. týden 12/12 Měření parametrů fluorescence chlorofylu. 9. týden 12/12 10. týden 12/12 Měření parametrů fluorescence chlorofylu. 11. týden 12/12 Ukončení experimentu. Zpracování rostlin a jejich odeslání k rozborům. 44

5 VÝSLEDKY Vliv dvou aplikovaných metod zastřižení společně s variantou kontrola byl vyhodnocen společně s vlivem působení různého světelného spektra. K vyhodnocení byla použita metoda analýzy variance v software STATISTICA 12 a také Microsoft Office Excel 2016. 5.1 Kvantový výtěžek elektronového transportu fotosystému II Tabulka 4: Analýza variance kvantového výtěžku elektronového transportu PS II Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 0,00125 0,062 Zastřižení 2 0,00044 0,282 Osvětlení*Zastřižení 2 0,00044 0,284 Z tabulky analýzy variance vyplývá, že osvětlení, zastřižení ani interakce osvětlení*zastřižení neměli průkazný vliv na hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu PS II. Průkaznému rozdílu pro p<0,05 se blížil vliv osvětlení s hodnotou p=0,062. Graf 1: Hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu fotosystému II pro jednotlivé varianty zastřižení TOP, FIM, Kontrola a varianty osvětlení BR a W. Průměrné hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu PS II se u všech variant pohybovaly v rozmezí od 0,80 do 0,84. Nejvyšší hodnoty byly naměřeny ve čtvrtém týdnu u varianty W-Kontrola 0,84. Naopak nejnižší hodnoty byly zjištěny ve čtvrtém týdnu u varianty BR-TOP 0,80. Mezi jednotlivými variantami však nebyl shledán statisticky průkazný rozdíl pro p=0,05. 45

5.2 Rychlá fáze fluorescenční indukce 46

Graf 2A, B, C: Normalizované křivky dle vzorce Vf = (Fx - F0) / (Fm - F0) znázorňující průběh rychlé fáze fluorescenční indukce rostlin adaptovaných na tmu (15 minut). TOP a FIM značí metodu zastřižení. BR = kombinace modrých a červených LED, W = LED obsahující kompletní spektrum. Svislé přerušované čáry znázorňují body (zleva: O, J, I, P). Čas má logaritmicky členěnou osu. Bod O v grafech 2A-C značí maximum oxidovaného chinonu QA. Z grafů 2A-C je patrný progresivní nárust aplitudy u všech variant již v první fázi O-J, kdy dochází k akumulaci redukované formy chinonu QA. V grafech 2A-C lze také zpozorovat pouze malé rozdíly mezi body J-I a ztrátu typického sigmoidního tvaru mezi těmito body, což značí inhibici přenosu elektronů mezi chinony QA a QB a zabránění redukce plastochinonového PQ poolu. Ve fázi I-P je sigmoidní tvar zřetelnější, což značí redukci druhého elektronového akceptoru QB a oxidovaného plastochinonového poolu PQ. Z grafů 2A, B, je patrný rozdíl v průběhu křivky především u variant W-TOP, BR-TOP, BR-FIM, u kterých bylo oproti ostatním variantám dosaženo nižších hodnot fluorescence ve fázi J a následně došlo k postupné akumulaci redukovaného chinonu QA až k maximu v bodě P. Tento průběh křivky lze zpozorovat i v grafu 2C u varianty W-FIM. Nejvyšší hodnoty fluorescence byly v průběhu měření zaznamenány u variant W a BR. 47

5.3 Nefotochemické zhašení 48

Graf 3A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin zastřižených metodou TOP. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin. Z grafů 3A-C lze vidět, že rostliny rostoucí pod bílým LED osvětlením dosáhly ve všech naměřených hodnotách vyšší fluorescence chlorofylu než rostliny rostoucí pod kombinací modročerveného LED osvětlení. Ve druhém týdnu květové fáze (Graf 3A) byly u varianty BR-TOP zaznamenány vyšší hodnoty nefotochemického zhašení oproti variantě W-TOP, což značí vyšší ztráty energie ve formě tepla. Ve čtvrtém týdnu květové fáze (Graf 3B) se rozdíly hodnot nefotochemického zhašení i fluorescence chlorofylu v obou variantách vyrovnaly. V šestém týdnu květové fáze (Graf 3C) lze vidět, že varianta BR-TOP dosahuje vyšších hodnot nefotochemického zhašení přibližně do prvních 60 sekund od počátku měření. Následně dokázaly tyto rostliny lépe využít energii oproti variantě W-TOP, která od 70 sekund dosahovala vyšších ztrát energie ve formě tepla. 49

50

Graf 4A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin zastřižených metodou FIM. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin. Grafy 4A-C zobrazují vyšší hodnoty fluorescence chlorofylu u rostlin pěstovaných pod bílým LED osvětlením oproti variantě pěstované pod kombinací modročervených LED. Ve druhém týdnu květové fáze (Graf 4A) byly zjištěny vyšší hodnoty nefotochemického zhašení u rostlin rostoucích pod kombinací modročervených LED. Ve čtvrtém týdnu květové fáze (Graf 4B) byla vyrovnaná intenzita fluorescence chlorofylu u obou variant. U rostlin pěstovaných pod modročerveným osvětlením došlo k výraznému poklesu nefotochemického zhašení a varianta rostlin pěstovaných pod bílým LED osvětlením v tomto týdnu dosahovala vyšších hodnot nefotochemického zhašení, což značí vyšší ztráty energie ve formě tepla. V šestém týdnu květové fáze (Graf 4C) byla opět zaznamenána zvýšená intenzita fluorescence chlorofylu u rostlin pod bílým LED osvětlením. Tyto rostliny měly oproti variantě pěstované pod modročerveným osvětlením nižší hodnoty nefotochemického zhašení, což značí lepší využití energie oproti rostlinám pěstovaným pod modročerveným osvětlením, které v prvních 90 sekundách měly vyšší ztráty energie. 51

52

Graf 5A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin bez zastřižení. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin. Z Grafů 5A-C lze stejně jako u předešlích variant (Grafy 3A-C, Grafy 4A-C) vidět vyšší hodnoty fluorescence chlorofylu u rostlin pěstovaných pod bílým LED osvětlením. Ve druhém týdnu květové fáze (Graf 5A) je oproti zastřiženým variantám (Graf 3A, Graf 4A) rozdíl v nefotochemickém zhašení rostlin, kdy varianta rostlin pěstovaných pod bílým LED osvětlením hodnotami nefotochemického zhašení výrazně převyšuje variantu pěstovanou pod modročerveným osvětlením. Ve čtvrtém týdnu květové fáze (Graf 5B) pak došlo k poklesu hodnot nefotochemického zhašení rostlin pěstovaných pod bílým LED osvětlením, což značí lepší využití energie těmito rostlinami. V šestém týdnu (Graf 5C) lze stejně jako u zastřižených variant (Graf 3C, Graf 4C) zpozorovat v první polovině měření vyšší hodnoty nefotochemického zhašení u rostlin pěstovaných pod modročerveným osvětlením. Z toho lze usoudit, že rostliny pěstované pod modročerveným osvětlením nedokáží v prvních přibližně 80 sekundách od ozáření využít energii tak efektivně jako rostliny pěstované pod bílým LED osvětlením. Nicméně od 80 sekund po osvětlení rostlin dochází k poklesu hodnot nefotochemického zhašení těchto rostlin a lepšímu využití energie oproti rostlinám pěstovaným pod bílým LED osvětlením. 53

5.4 Výnos sušiny samičího květenství Tabulka 5: Analýza variance výnosu sušiny samičího květenství Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 0,36053 0,168 Zastřižení 2 0,07616 0,619 Osvětlení*Zastřižení 2 0,02146 0,867 Z tabulky analýzy variance vyplývá, že osvětlení, zastřižení ani interakce osvětlení*zastřižení neměli průkazný vliv na výnos květenství rostlin. Graf 6: Výnos usušeného samičího květenství rostlin V experimentu byla stanovena hmotnost usušeného květenství rostlin. Průměrný výnos se u jednotlivých variant pohyboval v rozmezí 0,75 1,42 g. Nejvyšší průměrná hmotnost usušeného květenství byla zaznamenána u varianty rostlin zastřižených metodou TOP, vypěstovaných pod bílým LED osvětlením. Nejnižší průměrné hmotnosti usušeného květenství pak dosáhla varianta bez zastřižení, rostoucí pod modročerveným LED osvětlením. Rostliny rostoucí pod modročerveným LED osvětlením měly o 27 % nižší průměrnou hmotnost sušiny květenství v porovnání s rostlinami rostoucími pod bílým LED osvětlením. Zastřižení rostlin se projevilo zvýšením výnosu květenství o 24 % u varianty FIM a o 25 % u varianty TOP oproti nezastřižené variantě. Mezi těmito výsledky však nebyl prokázán statisticky významný rozdíl. 54

5.5 Obsahové látky Tabulka 6: Analýza variance CBDA Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 1064,23 0,012* Zastřižení 2 21,63 0,787 Osvětlení*Zastřižení 2 78,60 0,453 Z tabulky analýzy variance vyplývá, že osvětlení výrazně ovlivnilo obsah CBDA v rostlinách s průkazností pro p<0,05. Zastřižení ani kombinace osvětlení*zastřižení výrazně neovlivnily obsah CBDA v rostlinách. Graf 7: Obsah CBDA v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant. Chybové úsečky značí směrodatnou odchylku. V experimentu bylo stanoveno množství CBDA v mg/g sušiny. Průměrný obsah CBDA se u jednotlivých variant pohyboval v rozmezí 31,66 58,95 mg/g sušiny. Nejvyšší obsah CBDA byl zaznamenán u nezastřižených rostlin rostoucích pod bílým LED osvětlením. Naopak nejnižší obsah CBDA byl zjištěn u nezastřižené varianty rostoucí pod kombinací modročervených LED. Rostliny rostoucí pod bílým LED osvětlením měly o 34 % vyšší obsah CBDA ve srovnání s variantou rostlin rostoucích pod modročerveným LED osvětlením. Tento rozdíl byl statisticky průkazný. Jednotlivé varianty zastřižení neměly prokazatelný vliv na obsah CBDA v rostlinách. 55

Tabulka 7: Analýza variance CBD Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 0,048 0,956 Zastřižení 2 20,189 0,325 Osvětlení*Zastřižení 2 28,492 0,226 Analýza variance neprokázala výrazné rozdíly v obsahu CBD u osvětlení, zastřižení ani kombinace osvětlení*zastřižení. Graf 8: Obsah CBD v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant. Chybové úsečky značí směrodatnou odchylku. Množství CBD se u jednotlivých variant pohybovalo v rozmezí 20,03 32,05 mg/g sušiny. Nejvyšší hodnoty byly zaznamenány u varianty zastřižené metodou FIM rostoucí pod kombinací modročervených LED a nejnižší obsah CBD byl zjištěn u nezastřižených rostlin rostoucích pod tímto spektrem. Mezi jednotlivými variantami zastřižení ani osvětlení nebyly zjištěny statisticky průkazné rozdíly. 56

Tabulka 8: Analýza variance THCA Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 1,076 0,012* Zastřižení 2 0,049 0,590 Osvětlení*Zastřižení 2 0,140 0,270 Z tabulky analýzy variance vyplývá, že osvětlení výrazně ovlivnilo obsah THCA v rostlinách s průkazností pro p<0,05. Zastřižení ani kombinace osvětlení*zastřižení neměly prokazatelný vliv na obsah THCA v usušeném květenství. Graf 9: Obsah THCA v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant. Chybové úsečky značí směrodatnou odchylku. V experimentu byl stanoven také obsah THCA. Nejnižší průměrné hodnoty 0,39 mg/g sušiny květenství byly zaznamenány u varianty zastřižené metodou TOP rostoucí pod modročerveným LED osvětlením a u nezastřižené varianty rostoucí taktéž pod modročerveným osvětlením. Nejvyšší hodnoty THCA, 1,38 mg/g sušiny byly zaznamenány u nezastřižené varianty rostoucí pod bílým LED osvětlením. Rostliny rostoucí pod modročervenou kombinací LED dosáhly v průměru o 56 % nižších hodnot THCA v porovnání s bílým osvětlením. Tento rozdíl byl statisticky průkazný. Zastřižení nemělo průkazný vliv na obsah THCA. 57

Tabulka 9: Analýza variance Δ 9 -THC Zdroj variability Stupně volnosti Průměrný čtverec p Osvětlení 1 0,133 0,194 Zastřižení 2 0,043 0,538 Osvětlení*Zastřižení 2 0,087 0,316 Z tabulky analýzy variance vyplývá, že osvětlení, zastřižení ani interakce osvětlení*zastřižení neměli průkazný vliv na obsah Δ 9 -THC v rostlinách. Graf 10: Obsah Δ 9 -THC v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant. Chybové úsečky značí směrodatnou odchylku. Obsah Δ 9 -THC v sušině samičího květenství se pohyboval v rozmezí 1,29 1,83 mg/g. Nejvyšší hodnoty byly naměřeny u varianty zastřižené metodou TOP rostoucí pod bílým osvětlením a také u nezastřižené varianty rostoucí pod bílým osvětlením. Nejnižší hodnoty byly naměřeny u nezastřižené varianty rostoucí pod kombinací modročervených LED. Mezi jednotlivými variantami nebyl zjištěn statisticky průkazný rozdíl v obsahu Δ 9 -THC. 58

6 DISKUSE Stále větší počet zemí účastnících se úmluv OSN v boji proti drogám využívá v rámci mezinárodní legislativy flexibilitu k legalizaci konopí pro farmaceutické účely (Decorte et Potter, 2015). Pro tyto účely jsou rostliny pěstovány v řízených podmínkách pod umělým osvětlením (Darkó et al., 2014). Právě osvětlení patří k nejvýznamnějším abiotickým faktorům ovlivňujícím fotosyntetickou aktivitu rostlin (Chandra et al., 2015). Jak uvádí Zelicht (1975), čím vyšší je fotosyntetická aktivita, tím větší množství biomasy je produkováno. V řadě studií již bylo popsáno, že osvětlení, jeho intenzita a světelné spektrum mají výrazný vliv na morfologické a fyziologické vlastnosti rostlin (Slutte et al., 2009; Li et al., 2017; Craver et al., 2017; Ouzounis et al., 2016). Právě pro studium působení světelných podmínek na rostliny se jeví jako nejlepší volba využití LED osvětlení, jenž nabízí možnost ovlivnit zastoupení barev světelného spektra. Tato technologie v posledních letech navíc výrazně pokročila kupředu a dnes je neodvolatelně spojena s pěstitelskou činností v řízených podmínkách (Bantis et al., 2018). Jak uvádí Yeh et al. (2015), vlnové délky, ve kterých rostliny vykazují nejvyšší fotosyntetickou aktivitu se nachází v oblasti modré a červené. Reakce rostlin na různé vlnové délky závisí především na druhu rostliny (Bergstrand et al., 2014). V současné době se využívají pro pěstování konopí především sodíkové výbojky a účinky LED osvětlení a zastoupení vlnových délek světelného spektra na rostliny konopí nejsou dostatečně probádány (Nichols, 2016). V tomto experimentu byl sledován vliv zastřižení rostlin a působení modrého a červeného LED osvětlení v poměru 1:1. Jako kontrola sloužilo bílé LED osvětlení zastupující kompletní viditelné spektrum. Sledovány byly parametry kvantového výtěžku PS II, rychlé fáze fluorescenční indukce, nefotochemického zhašení, výnos rostlin a vybrané obsahové látky. Kvantový výtěžek elektronového transportu fotosystému lze použít jako indikátor toho, zdali byly rostliny vystaveny stresovým podmínkám a došlo k inhibici fotosyntézy nebo ne (Pavlovic et al., 2014). Jak uvádí Björkman et Demmig (1987), kvantový výtěžek elektronového transportu PS II se u zdravých rostlin pohybuje okolo hodnoty 0,8. Zheng et Lebeke (2017) v experimentu s různými druhy rostlin zaznamenali, že u rostlin rostoucích pouze pod červeným světelným spektrem, dochází k poklesu kvantového výtěžku elektronového transportu, zatímco modré světlo hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu zvyšuje. V případě tohoto experimentu se hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu PS II 59

(Graf 1) u všech variant pohybovaly v rozmezí od 0,80 do 0,84, což značí, že světelné spektrum ani zastřižení nevedlo u rostlin k vyvolání stresu. Ve studiích rychlé fáze fluorescenční indukce chlorofylu na neporušených listech byl zaznamenán průběh křivky z bodu O do bodu P se třemi charakteristickými hlavními fázemi, O- J, J-I a I-P vyznačujícími se sigmoidním tvarem (Boisvert et al., 2006). Tyto fáze znázorňují postupnou akumulaci redukovaného chinonu QA v aktivních i neaktivních reakčních centrech PS II (Strasser et Govindjee, 1992). V tomto experimentu nevytvářeli fáze O-J a I-P charakteristický sigmoidní tvar (Graf 2A-C). To bylo způsobeno prudkým nárůstem amplitudy již ve fázi O-J, kdy dochází k akumulaci redukovaného chinonu QA. Jak uvádí Enríquez et al., (2002) sekvenční nárůst amplitudy k maximu již v bodě J, je indikátorem snížené schopnosti reoxidovat chinon QA. Reoxidace chinonu QA je umožněna chinonem QB, sekundárním elektronovým akceptorem PS II (Sugett et al., 2010). Z rovnovážného stavu ve fázi J-I je patrný neefektivní přenos elektronů mezi chinony QA a QB, což vede k akumulaci neredukujících QB reakčních center. Mathur et al., (2011) uvádí, že akumulace neredukujících QB reakčních center PS II je typická u rostlin vystavených stresovým podmínkám. Podobný průběh křivek rychlé fáze fluorescenční indukce jako v tomto experimentu zaznamenal Haldimann et Strasser (1999), při vystavení rostlin anaerobním podmínkám po dobu 20 až 30 minut. V průběhu tohoto experimentu nebyl zaznamenán výrazný rozdíl v průběhu křivek fluorescenční indukce u jednotlivých variant osvětlení. Rozdíl však byl zaznamenán mezi variantami zastřižení, kdy zastřižené rostliny dosáhly nižších hodnot fluorescence chlorofylu v bodě J a poté došlo k postupnému nárůstu až do bodu P (graf 2A, B). To značí efektivnější elektronový transport u zastřižených rostlin. Rostliny a řasy jako kyslíkaté fotoautotrofní organismy vyžadují pro svůj život dostatek světla. Příliš mnoho světla však může vést k zvýšené produkci reaktivních kyslíkatých složek jako meziproduktů fotosyntézy. Ve zvýšené koncentraci mohou tyto složky vést k poškození až smrti rostlin (Muller et al., 2001). Právě pro ochranu před vysokou intenzitou světla si tyto organismy vyvinuly mechanismus označovaný jako nefotochemické zhašení (Lambrev et al., 2012). Tento mechanismus spočívá v rozptylu nadměrné excitační energie světelnými komplexy fotosytémů ve formě tepla (Goss et Lepetit, 2015). Z grafu (3A-C, 4A-C a 5A-C) je patrné, že rostliny rostoucí pod modročerveným osvětlením oproti rostlinám rostoucím pod bílým světlem, dosáhly v prvních přibližně 90 sekundách vyšších hodnot nefotochemického zhašení. Následně u těchto rostlin došlo k výraznému poklesu hodnot nefotochemického zhašení v porovnání s variantou osvětlenou bílým světlem. Z toho vyplývá, že rostliny rostoucí 60

pod modročerveným osvětlením reagují v prvních 90 sekundách hůře na osvětlení aktinickým světlem. Následně však oproti variantě osvětlené bílým světlem dokáží lépe využít excitační energii. Vyšší hodnoty nefotochemické zhašení u rostlin pěstovaných pod kompletním světelným spektrem lze vysvětlit přebytkem energie přijímané ze světla o vlnové délce okolo 550 nm, které rostliny nedokáží využít tak efektivně jako energii přijímanou ze světla o vlnových délkách 420-490 nm a 630-680 nm (Obrázek 6). Z grafů (3A-C, 4A-C a 5A-C) lze také vidět rozdíly ve fluorescenci chlorofylu mezi variantou osvětlenou bílým světlem a variantou osvětlenou modročerveným světlem, kdy u rostlin osvětlených bílým světlem byly naměřeny vyšší hodnoty fluorescence chlorofylu. Fluorescence chlorofylu dle Murchie et Lawsona (2013), přímo souvisí s rychlostí toku energie přes transportní řetězec elektronů a jakékoliv narušení ovlivňující metabolismus rostlin má dopad na parametry fluorescence. Z toho lze usoudit, že kombinace modročerveného osvětlení v poměru 1:1 negativně ovlivňuje metabolismus rostlin v porovnání s variantou rostlin pěstovanou pod kompletním viditelným spektrem. Jednotlivé varianty zastřižení neměly výrazný vliv na průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a nefotochemické zhašení rostlin. Použitý poměr jednotlivých barev světelného spektra výrazně ovlivňuje výnos rostlin (Ouzounis et al., 2016). V tomto experimentu byly patrné rozdíly ve výnosech (Graf 6) mezi jednotlivými variantami osvětlení, kdy rostliny pěstované pod kompletním světelným spektrem dosáhly vyšších výnosů oproti variantě obsahující modrou a červenou v poměru 1:1. Tyto rozdíly však nebyly statisticky průkazné. Nicméně Tosti et al., (2017) a Son et Oh (2013), ve svých výzkumech se salátem (Lactuca sativa L.) také zaznamenali vyšší výnosy u variant obsahujících kompletní spektrum v porovnání s variantami obsahujícími modrou a červenou v poměru blížícímu se 1:1. Dále uvedli, že s rostoucím zastoupením červené barvy v použitém spektru v neprospěch modré, dochází k výraznému nárůstu biomasy. Lalge et al., (2017) v experimentu s konopím zaznamenali větší listovou plochu a výšku rostlin u varianty pěstované pod LED osvětlením obsahujícím kompletní spektrum v porovnání s variantou rostoucí pod kombinací modrých a červených LED v poměru 1:1. Řada dalších studií prokázala, že rostliny pro efektivní růst potřebují kromě červené a modré i další barvy viditelného spektra (Tosti et al., 2017; Dong et al., 2014; Kim et al., 2005). Z provedeného experimentu se jako lepší jeví varianta osvětlení obsahující kompletní spektrum oproti variantě obsahující pouze červenou a modrou barvu světelného spektra. Pro toto tvrzení je však zapotřebí dalších experimentů, jelikož díky možnosti regulace poměru modré a červené barvy světelného spektra u LED osvětlení lze očekávat dosažení rozdílných výsledků. Zastřižení rostlin se projevilo 61

vyšším výnosem oproti nezastřižené variantě. Ani tyto rozdíly však nebyly průkazné. Avšak Gnyandev (2006), Vasudevan et al., (2008) a Ona et al., (2015) ve studiích s různými rostlinnými druhy zaznamenali u zastřižených variant vyšší počet postranních větví, vyšší počet květů a stejně jako v tomto experimentu i vyšší výnosy. To může být způsobeno efektivnějším využitím dopadajícího světla na rostlinu. Rostliny jsou významným zdrojem sekundárních metabolitů často využívaných v medicíně pro jejich léčivé účinky (Tiwari et Rana, 2015). Produkce těchto metabolitů je výrazně ovlivňována vnějšími podmínkami, mezi něž patří i světlo (Ouzounis et al., 2015). K nejznámějším sekundárním metabolitům u konopí patří kanabinoidy, jejichž obsah se ve stresových podmínkách zvyšuje (Flores-Sanchez et Verpoorte, 2018). V tomto experimentu byl stanoven obsah vybraných kanabinoidů (THC a CBD) a jejich kyselin (THCA a CBDA). Za pomoci analýzy variance byly u rostlin mezi variantami osvětlení zjištěny výrazné rozdíly v obsahu THCA a CBDA (Tabulka 6 a 8). Zastřižení obsah těchto kyselin výrazně neovlivnilo. Obsah THC a CBD v rostlinách nebyl výrazně ovlivněn zastřižením ani osvětlením. Avšak jak uvádí Wang et al., (2016), THC a CBD vznikají v rostlinách až procesem dekarboxylace THCA a CBDA. Proces dekarboxylace THCA a CBDA je závislý na teplotě a času. Z toho lze usoudit, že postupem času by dekarboxylací mohlo dojít k změnám v zastoupení THC a CBD a mohly by se projevit rozdíly v zastoupení těchto látek ve prospěch rostlin vypěstovaných pod bílým LED osvětlením. 62

7 ZÁVĚR Konopí patří k nejstarším kulturně pěstovaným rostlinám na světě. V historii bylo pěstováno především pro své vlákno využívané k výrobě lan, plachet a oděvů. Později našlo konopí využití také v papírenství, potravinářství, stavebnictví, automobilovém průmyslu, kosmetice a dalších odvětvích. V současné době jsou předmětem výzkumu jeho fytoremediační vlastnosti a také jeho využití jakožto obnovitelného zdroje. Nejvíce zmínek o konopí však můžeme zaznamenat ve spojitostí s využitím ve farmaceutickém průmyslu. Konopí obsahuje velké množství látek s léčebným potenciálem, z nichž velká část stále nebyla prozkoumána. V léčebném využití mají význam především kanabinoidy a společně s nimi synergicky působící terpeny a fenolické látky. Zastoupení jednotlivých látek výrazně ovlivňuje prostředí, ve kterém rostliny rostou, proto se konopí pro farmaceutické účely pěstuje převážně v uzavřených systémech, kde je možné zajistit standardní podmínky pro jejich růst. V literární části diplomové práce byla popsána botanická charakteristika konopí, legislativa pěstování konopí v ČR a agrotechnické požadavky při pěstování a sklizni konopí pěstovaného pro technické účely. Další část práce se zabývá pěstováním a optimalizací podmínek při pěstování, sklizni a skladování konopí pro farmaceutické účely. V experimentální části diplomové práce byl sledován vliv světelného spektra a metod zastřižení na fluorescenční parametry chlorofylu, výnos suchého květenství a produkci vybraných sekundárních metabolitů u rostlin konopí. Experiment proběhl v laboratoři Ústavu biologie rostlin Mendelovy univerzity v Brně. Rostliny byly rozděleny do dvou variant. První varianta rostla pod osvětlením vyzařujícím kombinaci modrého světla o vlnové délce 420 490 nm a červeného světla o vlnové délce 630 680 nm poměru 1:1. Druhá varianta rostla pod bílým osvětlením vyzařujícím kompletní viditelné spektrum. Tyto varianty rostlin byly dále rozděleny do tří skupin. Dvě skupiny rostlin byly zastřižené různými metodami a třetí skupina byla bez zastřižení. Mezi jednotlivými variantami zastřižení rostlin se neprojevily výrazné rozdíly ve fluorescenčních parametrech ani v obsahových látkách. Zastřižené varianty dosáhly vyššího výnosu oproti nezastřižené variantě. Avšak tento rozdíl nebyl statisticky průkazný. Mezi jednotlivými variantami osvětlení byly zaznamenány rozdíly. Rostliny rostoucí pod bílým LED osvětlením dosáhly vyššího výnosu usušeného květenství a vyšších hodnot kvantového výtěžku elektronového transportu fotosystému II v porovnání s variantou rostoucí pod kombinací modročervených LED. Tyto výsledky se blížily statistické průkaznosti, avšak prokázány ne- 63

byly. Rychlá fáze fluorescenční indukce a nefotochemické zhašení rostlin, obsah CBD a Δ 9 -THC osvětlením výrazně ovlivněny nebyly. Statisticky průkazné rozdíly byly zaznamenány v obsahu CBDA a THCA, kdy rostliny rostoucí pod bílým LED osvětlením měly vyšší obsah těchto látek. Z dosažených výsledků vyplývá, že kombinace modročerveného spektra v poměru 1:1 není při pěstování konopí tak efektivní jako kompletní viditelné spektrum. Zastřižení rostlin se sice neprojevilo průkaznými rozdíly. Nicméně lze očekávat, že by mohlo mít pozitivní vliv na výnos rostlin. Pro potvrzení těchto teorií by bylo vhodné provést další experimenty s různými poměry jednotlivých barev světelného spektra a také vyšším počtem hodnocených rostlin. 64

8 SEZNAM POUŽITÉ LITERATURY ADAMS P., 2012: Weedology: marihuana: vše o pěstování konopí. Positive Publishers, ISBN 978-90-7658-335-8 AHMAD R., TEHSIN Z., TANVIR MALIK S.T., ASAD S.A., SHAHZAD M., BILAL M., SHAH M.M., KHAN S.A. 2016: Phytoremediation potential of hemp (Cannabis sativa L.): identification and characterization of heavy metals responsive genes. In: Clean-Soil Air Water. 44, 195 201, doi:10.1002/clen.201500117 AMADUCCI S., SCORDIA D., LIU F.H., ZHANG Q., GUO H., TESTA G., COSENTINO S.L., 2015: Key cultivation techniques for hemp in Europe and China in Industrial Crops and Products, Volume 68, Pages 2-16, ISSN 0926-6690, https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2014.06.041. ANDERSON G., 2015: Achieve optimal humidity levels in your marihuana garden. In: Big Buds Mag. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://bigbudsmag.com/achieve-optimalhumidity-levels-in-your-medical-marijuana-garden/ ANDRE C.M., HAUSMAN J.F., GUERRIERO G., 2016: Cannabis sativa: The Plant of the Thousand and One Molecules. In: Frontiers in Plant Science. 7. doi:10.3389/fpls.2016.00019 ANDRE C.M., LARONDELL Y., EVER D., 2010: Dietary antioxidants and oxidative stress from a human and plant perspective: a review. In: Curr. Nutr. Food Sci. 6 2 12. 10.2174/157340110790909563 ANONYM, 2012: Technické konopí historie a současnost [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://marijanka.cz/technicke-konopi-historie-a-soucasnost/ ANONYM, 2017: příběh konopné rostliny [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.konopnyshop.cz/proc-konopi/pribeh-konopne-rostliny.html ARTS I., HOLLMAN P., 2005: Polyphenols and disease risk in epidemiologic disease. In: The American journal of clinical nutrition. 81. 317S-325S. 10.1093/ajcn/81.1.317S. BANTIS F., SMIRNAKOU S., OUZOUNIS T., KOUKOUNARAS A., NTAGKAS N., RADOGLOU K., 2018: Current status and recent achievements in the field of horticulture with the use of light-emitting diodes (LEDs), In: Scientia Horticulturae, Volume 235, 2018, Pages 437-451, ISSN 0304-4238, https://doi.org/10.1016/j.scienta.2018.02.058. 65

BASKARAN V., ABIRAMI K., 2017: Effect of pinching on yield of African marigold (Tagetes erecta L.) cv. Pusa Narangi Gainda under Andaman conditions. In: Agricultural Science Digest, 37(2), 148-150. doi:10.18805/asd.v37i2.7992 BAXTER B., SCHEIFELE G., 2000: Growing Industrial Hemp in Ontario in: Ontario Ministry of Agriculture, Food and Rural Affairs [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.omafra.gov.on.ca/english/crops/facts/00-067.htm BAREJA B.G., 2011: What is light intensity, effects on plant growth. In: Cropsreview. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.cropsreview.com/light-intensity.html BEDROCAN, 2017: Naše metoda. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://bedrocan.com/cs/o-nas/nasi-metoda/ BENNETT P., 2017: What influences degradation of THC and other cannabinoids? [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.leafly.com/news/cannabis-101/factorsinfluencing-cannabis-degradation BERGSTRAND K.-J., ASP H., SCHÜSSLER H.K., 2014: Development and Acclimatisation of Horticultural Plants Subjected to Narrow-Band Lighting. In: European Journal of Horticultural Science. 79: 45-51 BJELKOVÁ M., ŠMIROUS P., VRBOVÁ M., VACULÍK A., 2017: Komplexní metodika pěstování konopí setého. 1. AGRITEC Šumperk. ISBN 978-80-87360-55-2 BJÖRKMAN O., DEMMIG B., 1987: Photon yield of O2 evolution and chlorophyll fluorescence characteristics at 77 K among vascular plants of diverse origins. In: Planta 170: 489. https://doi.org/10.1007/bf00402983 BOISVERT S., JOLY D., CARPENTIER R., 2006: Quantitative analysis of the experimental O J I P chlorophyll fluorescence induction kinetics. In: The FEBS Journal, 273: 4770-4777. doi:10.1111/j.1742-4658.2006.05475.x BOULOC P., ALLEGRET S., ARNAUD L., 2013: Hemp: Industrial production and uses. Wallingford, Oxfordshire, UK: CABI, 313 s. ISBN: 978-1-84593-793-5 BRADFORD A., 2017: What is THC? In: Livescience. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.livescience.com/24553-what-is-thc.html 66

BROOKE G., 2008: National Industrial Hemp Strategy. The Agricola Group. Mar. 2008.: 1-27. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.votehemp.com/pdf/national_industrial_hemp_strategy_final_complete2.pdf BROOK H., SLASKI J., JAMES B., 2015. Industrial hemp harvest and storage, best management practices. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www1.agric.gov.ab.ca/$department/deptdocs.nsf/all/crop15539/$file/hempharveststor age.pdf?openelement CANNABIS, 2017: The ideal EC range for cannabis plants. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.cannabis.info/en/blog/ideal-ec-range-plants CARLINI E.A., 2004: The good and the bad effects of ( ) trans-delta-9- tetrahydrocannabinol (Δ9-THC) on humans. In: Toxicon, Volume 44, Issue 4, Pages 461-467, ISSN 0041-0101, https://doi.org/10.1016/j.toxicon.2004.05.009. CELNÍ SPRÁVA, 2017: Společný katalog odrůd konopí. In: Mák setý a konopí [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.celnisprava.cz/cz/clo/spolecne-zemedelske-politiky-azvlastnichkompetenci/documents/společný%20katalog%20odrůd%20konopí%20konsolidovaná%20ve rze%20září%202017.pdf CERVANTES J., 2006: Marijuana Horticulture: The Indoor/Outdoor Medical Grower's Bible. Van Patten Publishing, 2006. ISBN 9781878823236 CLARKE R.C., 1981: Marijuana botany, an advanced study. Oakland, CA: Ronin Pub, 1981. ISBN 9780914171782. CLARKE R.C., MERLIN M.D., 2013: Cannabis: Evolution and Ethnobotany. xv + 434 pp., Berkeley, University of California Press. ISBN 978-0-520-27048-0 COLBERT M., 2014: Cannabinoid Profile: Cannabigerolic Acid (CBGa). In: The leaf online. [online]. [cit. 2018-03-10]. Dostupné z: http://theleafonline.com/c/science/2014/08/cannabinoid-profiles-crash-course-cbga/ CRAVER J.K., GEROVAC J.R., LOPEZ R.G., KOPSELL D.A., 2017: Light intensity and light quality from sole-source light-emitting diodes impact phytochemical concentrations within Brassica Microgreens. In: J. Am. Soc. Hortic. Sci., 142 (2017), pp. 3-12, 10.21273/JASHS03830-16 67

CROWLEY J.G., 2001: The Performance Of Cannabis Sativa (HEMP) As A Fibre Source For Medium Density Fibre Board (MDF), Crops Research Centre, Oak Park, Carlow, Ireland. ISBN 1841701645 DARKÓ É., PARISA H., BENOÎT S., MOHAMMAD S., 2014: Photosynthesis under artificial light: The shift in primary and secondary metabolism. In: Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 369. 20130243. 10.1098/rstb.2013.0243. DAS L., LIU E., SAEED A., SHI J., WILLIAMS D.W., HU H., &... RAY A.E., 2017: Industrial hemp as a potential bioenergy crop in comparison with kenaf, switchgrass and biomass sorghum. In: Bioresource Technology, Volume 244, Part 1, 2017, Pages 641-649, ISSN 0960-8524, https://doi.org/10.1016/j.biortech.2017.08.008. DATKO S., 2012: PAR & The light spectrum. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://sdhydroponics.com/2012/06/13/par-the-light-spectrum/ DE LA LUZ D., 2013. Storing Your Stash: Keeping Buds Pristine After Harvest. Cannabisnow [online]. [cit. 2017-03-29]. Dostupné z: https://cannabisnow.com/storing-your-stashkeeping-bud-pristine-after-harvest DECORTE T., POTTER G.R., 2015: The globalisation of cannabis cultivation: A growing challenge, In: International Journal of Drug Policy, Volume 26, Issue 3, 2015, Pages 221-225, ISSN 0955-3959, https://doi.org/10.1016/j.drugpo.2014.12.011. DEVINSKY O., CILIO M.R., CROSS H., FERNANDEZ-RUIZ J., FRENCH J., HILL C., KATZ R., DI MARZO V., JUTRAS-ASWAD D., NOTCUTT W.G., MARTINEZ-ORGADO J., ROBSON P.J., ROHRBACK B.G., THIELE E., WHALLEY B., FRIEDMAN D., 2014: Cannabidiol: pharmacology and potential therapeutic role in epilepsy and other neuropsychiatric disorders. In: Epilepsia. 2014 Jun;55(6):791-802. doi: 10.1111/epi.12631. DONG C., FU Y., LIU G., LIU H., 2014: Growth, Photosynthetic Characteristics, Antioxidant Capacity and Biomass Yield and Quality of Wheat ( Triticum aestivum L.) Exposed to LED Light Sources with Different Spectra Combinations. In: Journal Of Agronomy & Crop Science, 200(3), 219-230. doi:10.1111/jac.12059 DRKAL F., ZMRHAL V., 2013: Větrání. Praha: nakladatelství ČVUT 68

DUPAL L., 2010. Kniha o marihuaně. 3., dopl. vyd. Praha: Maťa. Matamata. ISBN 978-80- 7287-136-0. EL-ALFY A.T., IVEY K., ROBINSON K., AHMED S., RADWAN M., SLADE D., KHAN I., ELSOHLY M., ROSS S., 2010: Antidepressant-like effect of delta9-tetrahydrocannabinol and other cannabinoids isolated from Cannabis sativa L. In: Pharmacology Biochemistry and Behavior. 95 (4): 434 42. doi:10.1016/j.pbb.2010.03.004 FAIRBAIRN J.W., LIEBMANN J.A., ROWAN M.G., 1976: The stability of cannabis and its preparations on storage. In: Journal of Pharmacy and Pharmacology, 28: 1 7. doi:10.1111/j.2042-7158.1976.tb04014.x FARAG S., KAYSER O., 2015: Cultivation and Breeding of Cannabis sativa L. for Preparation of Standardized Extracts for Medicinal Purposes. 165-186. ISBN 978-94-017-9810-5. FERNANDEZ-JARAMILLO A. A., DUARTE-GALVAN C., CONTRERAS-MEDINA L. M., TORRES-PACHECO I., DE J. ROMERO-TRONCOSO R., GUEVARA-GONZALEZ R. G., MILLAN-ALMARAZ, J. R., 2012: Instrumentation in Developing Chlorophyll Fluorescence Biosensing: A Review. In: Sensors (Basel, Switzerland), 12(9), 11853 11869. http://doi.org/10.3390/s120911853 FIKE J., 2017: Industrial Hemp: Renewed Opportunities for an Ancient Crop, Critical Reviews. In: Plant Sciences, 35:5-6, 406-424, DOI: 10.1080/07352689.2016.1257842 FLORES-SANCHEZ I.J., VERPOORTE R. 2008: Secondary metabolism in cannabis. In: Phytochem Review, Volume 7, Issue 3, pp 615 639, https://doi.org/10.1007/s11101-008- 9094-4 FOCUS, 2017: Cannabis standards. [online]. [cit. 2018-02-08]. Dostupné z: https://www.focusstandards.org/cannabis-standards/ FRACHEBOUD Y., 2006: Using chlorophyll fluorescence to study photosynthesis. [online]. [cit. 2018-03-07]. Dostupné z: http://jaguar.fcav.unesp.br/download/deptos/biologia/durvalina/texto-71.pdf FRANK M., ROSENTHAL E., 1992: The marijuana grower s guide. [online]. [cit. 2017-09- 05]. Dostupné z: 69

http://www.calgarycmmc.com/ebooks%20p%20q%20r%20s%20t%20u%20v%20w%20x%2 0y%20z%20/TheMarijuanaGrowersGuide.pdf GABRIELOVÁ H., 2011: Proč upadlo konopí v zapomnění? [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.konopa.cz/historie/proc-upadlo-konopi-v-zapomneni.html GABRIELOVÁ H., 2011: Počátky globální prohibice konopí [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.konopa.cz/historie/pocatky-globalni-prohibice-konopi.html GAUTAM A., AGRAWAL D., SAIPRASAD S. V., JAJOO A., 2014: A quick method to screen high and low yielding wheat cultivars exposed to high temperature. In: Physiology and Molecular Biology of Plants, 20(4), 533 537. http://doi.org/10.1007/s12298-014-0252-4 GLICK E., 2001: The Oregon medical marihuana guide. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.calgarycmmc.com/ebooks%20%20i%20j%20k%20l%20m%20n%20o/oregon% 20Medical%20Marijuana%20Guide%20%5B2001%5D.pdf GNYANDEV B., 2006: Effect of pinching, plant nutrition and growth retardants on seed yield, quality and storage studies in China aster (Callistephus chinensis). University of Agricultural Sciences, Dharwad, India. 96 p. [online]. [cit. 2018-15-04]. Dostupné z: http://krishikosh.egranth.ac.in/bitstream/1/81940/1/th8600.pdf GOSS R., LEPETIT B., 2015: Biodiversity of NPQ, In: Journal of Plant Physiology, Volume 172, 2015, Pages 13-32, ISSN 0176-1617, https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.03.004. GREEN G., 2017: The Cannabis Grow Bible. 3rd new ed. San Francisco, United States: Green Candy, 2017. ISBN 9781937866365. HAJER J., 2015: Konopí léčba budoucnosti? In: Česká internistická společnost [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://wp.interna-cz.eu/konopi-lecba-budoucnosti/ HALDIMANN P., STRASSER R.J. 1999: Effects of anaerobiosis as probed by the polyphasic chlorophyll a fluorescence rise kinetic in pea (Pisum sativum L.), In: Photosynthesis Research (1999) 62: 67. https://doi.org/10.1023/a:1006321126009 HAO D.CH., GU X.J., XIAO P.G., 2015: Phytochemical and biological research of Papaver pharmaceutical resources. In: Medicinal plants. 217-251. DOI: 10.1016/B978-0-08-100085- 4.00006-2. 70

HARTSEL J.A., EADES J., HICKORY B., MAKRIYANNIS A., 2016: Chapter 53 - Cannabis sativa and Hemp. In: Nutraceuticals, edited by Ramesh C. Gupta, Academic Press, Boston, 2016, Pages 735-754, ISBN 9780128021477, https://doi.org/10.1016/b978-0-12-802147-7.00053-x. HATFIELD J.L., PRUEGER J.H., 2015: Temperature extremes: Effect on plant growth and development, Weather and Climate Extremes, Volume 10, Part A, 2015, Pages 4-10, ISSN 2212-0947, https://doi.org/10.1016/j.wace.2015.08.001. HAZEKAMP A., 2006. An evaluation of the quality of medicinal grade cannabis in the Netherlands. In: Cannabinoids 1(1): 1-9. HAZEKAMP A., 2014. Úvod do léčby konopím. 1. Zwarthoed: Bedrocan BV HLADKÝ L., 2004: Osvětlení z pohledu rostlin. In: Světlo: časopis pro světelnou techniku a osvětlování. Praha: FCC Public, 1998-. ISSN 1212-0812. HOLUBÁŘ J., KABRHELOVÁ J., KRAUS P., 2014: Len a konopí 2014. Brno:ÚKZÚZ, 42 s. ISBN 978-80-7401-086-6 HONZÍK R., 2007: Nové technologické postupy sklizně technického konopí. Praha:VÚRV, 24 s. ISBN 978-80-87011-31-7 HONZÍK R., BIELKOVÁ M., MUŇOZ J., VÁŇA V., 2012: Pěstování konopí setého Cannabis sativa L. pro výrobu bioplynu. Praha: VÚRV, 24 s. ISBN 978-80-7427-127-4 CHANDRA S., LATA H., ELSOHLY M.A., WALKER L.A., POTTER D., 2017: Cannabis cultivation: Methodological issues for obtaining medical-grade product, Epilepsy & Behavior, Volume 70, Part B, 2017, Pages 302-312, ISSN 1525-5050, https://doi.org/10.1016/j.yebeh.2016.11.029. CHANDRA S., LATA H., MEHMEDIC Z., KHAN I.A., ELSOHLY M.A., 2015: Light dependence of photosynthesis and water vapor exchange characteristics in different high Δ9- THC yielding varieties of Cannabis sativa L., In: Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, Volume 2, Issue 2, 2015, Pages 39-47, ISSN 2214-7861, https://doi.org/10.1016/j.jarmap.2015.03.002. IZZO A. A., CAPASSO R., AVIELLO G., BORRELLI F., ROMANO B., PISCITELLI F., DI MARZO, V., 2012: Inhibitory effect of cannabichromene, a major non-psychotropic cannabinoid extracted from Cannabis sativa, on inflammation-induced hypermotility in mice. 71

In: British Journal of Pharmacology, 166(4), 1444 1460. http://doi.org/10.1111/j.1476-5381.2012.01879.x JACKSON S., 2009: Plant responses to photoperiod. In: The New phytologist. 181. 517-31. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2008.02681.x. JORDAN B.R., 1996: The Effects of Ultraviolet-B Radiation on Plants: A Molecular Perspective. In: Advances in Botanical Research, Academic Press, Volume 22, 1996, Pages 97-162, https://doi.org/10.1016/s0065-2296(08)60057-9. JOSÉ M., 2012. Jak pěstovat "indoor". Vyd. 2. Plzeň: Josef Krejčík, ISBN 978-80-905353-0- 5. JOSÉ M., 2012. Jak pěstovat "outdoor", aneb, Konopí na zahrádce. Česko: Josef Krejčík, ISBN 978-80-260-1435-5. KAISER CH., CHRISTY C., ERNST M., 2015: Industrial Hemp Production. University of Ken-tucky College of Agriculture, food and environment. [online] [cit. 2017-10-14]. Dostupné z: https://www.uky.edu/ag/ccd/introsheets/hempproduction.pdf KÁRA J., 2005: Energetické rostliny: technologie pro pěstování a využití. Praha: Výzkumný ústav zemědělské techniky. ISBN 80-86884-06-6. KIM H.H., WHEELER R., SAGER C.J., YORIO N., GOINS G., 2005: Light-emitting diodes as an illumination source for plants: A review of research at Kennedy Space Center. In: Habitation (Elmsford, N.Y.). 10. 71-8. 10.3727/154296605774791232. KOCOURKOVÁ B., PLUHÁČKOVÁ H., RŮŽIČKOVÁ G., 2014: Pěstování speciálních plodin. Brno: Mendelova univerzita v Brně, 100 s. ISBN 978-80-7509-020-1 KROEZE D., 2018: The influence of colours on plants. [online] [cit. 2017-10-14]. Dostupné z: http://www.canna.com.au/influence_of_colours KUBÁNEK V., 2008: Konopí a mák: (pěstování, výrobky, legislativa). V Tribunu EU vyd. 1. Brno: Tribun EU, 152 s. ISBN 978-80-7399-438-9. KYSELÁKOVÁ, H., 2012: Obranné mechanismy rostlin proti oxidativnímu stresu [online]. Olomouc, 2012 [cit. 2018-03-24]. Dostupné z: https://theses.cz/id/3z3bnz/. Disertační práce. Univerzita Palackého v Olomouci, Přírodovědecká fakulta. Vedoucí práce Prof. RNDr. Petr Ilík, Ph.D. 72

LALGE A., ČERNÝ P., TROJAN V., VYHNÁNEK T., 2017: The effects of red, blue and white light on the growth and development of Cannabis sativa L. In: MendelNet 2017 - Proceedings of International PhD Students Conference, Brno, roč. 24, s. 646-651. ISBN: 978-80-7509-529-9. LAMBREV P.H., MILOSLAVINA Y., JAHNS P., HOLZWARTH A.R., 2012: On the relationship between non-photochemical quenching and photoprotection of Photosystem II, In: Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics, Volume 1817, Issue 5, 2012, Pages 760-769, ISSN 0005-2728, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2012.02.002. LI Y., XIN G., WEI M., SHI Q., YANG F., WANG X., 2017: Carbohydrate accumulation and sucrose metabolism responses in tomato seedling leaves when subjected to different light qualities. In: Sci. Hortic. (Amsterdam), 225 (2017), pp. 490-497, DOI: 10.1016/j.scienta.2017.07.053 LINDHOLST CH., 2010: Long term stability of cannabis resin and cannabis extracts, In: Australian Journal of Forensic Sciences, 42:3, 181-190, DOI: 10.1080/00450610903258144 LOPEZ R.G., CURREY CH., 2014: Managing photoperiodic lighting. [online]. [cit. 2017-10- 21]. Dostupné z: https://www.growertalks.com/article/?articleid=20668 LU C., ZHANG J., 1999: Effects of water stress on photosystem II photochemistry and its thermostability in wheat plants. In: Journal of Experimental Botany, Volume 50, Issue 336, 1 July 1999, Pages 1199 1206, https://doi.org/10.1093/jxb/50.336.1199 MANITOBA, 2017. Industrial hemp production and management. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: https://www.gov.mb.ca/agriculture/crops/production/hemp-production.html MATHUR S., ALLAKHVERDIEV S.I., JAJOO A., 2011: Analysis of high temperature stress on the dynamics of antenna size and reducing side heterogeneity of photosystem II in wheat leaves (Triticum aestivum), In: Biochim. Biophys. Acta, 1807 (2011), pp. 22-29, DOI: 10.1016/j.bbabio.2010.09.001 MAXWELL K., JOHNSON G.J., 2000: Chlorophyll fluorescence a practical guide, Journal of Experimental Botany, Volume 51, Issue 345, 1 April 2000, Pages 659 668, https://doi.org/10.1093/jexbot/51.345.659 MCELRONE A. J., CHOAT B., GAMBETTA G.A., BRODERSEN C.R. 2013: Water Uptake and Transport in Vascular Plants. In: Nature Education Knowledge 4(5):6 [online]. 73

[cit. 2017-10-21]. Dostupné z: https://www.nature.com/scitable/knowledge/library/wateruptake-and-transport-in-vascular-plants-103016037 MIOVSKÝ M., 2008: Konopí a konopné drogy: adiktologické kompendium. Praha: Grada. ISBN 978-80-247-0865-2. MULLER P., LI X., NIYOGI K.K., 2001: Non-Photochemical Quenching. A Response to Excess Light Energy. In: plant physiology. 125. 1558-1566. 10.1104/pp.125.4.1558. MURCHIE E., LAWSON T., 2013: Chlorophyll Fluorescence Analysis: A Guide to Good Practice and Understanding some new Applications. In: Journal of experimental botany. 64. 10.1093/jxb/ert208. NEIGHBOURHOOD T., 2011: Roste jako z vody 3. epizoda seriálu Neriskuj! In: Legalizace: free magazín pro konopnou kulturu. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: http://www.magazin-legalizace.cz/cs/articles/detail/8-roste-jako-z-vody-3-epizoda-serialuneriskuj?magazineid=5 NELSON R.A., 2000: Hemp husbandry In: Hempbasics. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: https://www.hempbasics.com/hhusb/hh2cul.htm#hh28 NICHOLS M., 2016: Medical cannabis. In: Practical Hydroponics & Greenhouses, (163), 26-31. ONA A., TAUFIQUE T., RONI M.Z., JUI N., UDDIN A., 2015: Influence of pinching on growth and yield of snowball chrysanthemum. 10.13140/RG.2.1.3695.3687. ÖRDÖG V., MOLNÁR Z., 2011: Plant physiology. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://www.tankonyvtar.hu/en/tartalom/tamop425/0010_1a_book_angol_01_novenyelettan/p r01.html OUZOUNIS T., HEUVELINK E., JI Y., SCHOUTEN H.J., VISSER RGF., MARCELIS L.F.M., 2016: Blue and red LED lighting effects on plant biomass, stomatal conductance, and metabolite content in nine tomato genotypes. In: Acta Hortic., 1134 (2016), pp. 251-258, DOI: 10.17660/ActaHortic.2016.1134.34 OUZOUNIS T., ROSENQVIST E., OTTOSEN C.O., 2015: Spectral Effects of Artificial Light on Plant Physiology and Secondary Metabolism: A Review. In: HortScience: a publication of the American Society for Horticultural Science. 50. 1128-1135. 74

OSBORN D., 2017: When to harvest cannabis plants: the different stages of trichome development [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.myhydrolife.com/when-toharvest-cannabis-plants-the-different-stages-of-trichome-development/2/1666 PADUCH R., KANDEFER-SZERSZEŃ M., TRYTEK M., FIEDUREK J., 2007: Terpenes: Substances useful in human healthcare. In: Archivum immunologiae et therapiae experimentalis. 55. 315-27. 10.1007/s00005-007-0039-1. PATTEN G.V., 1991: Gardening: The Rockwool Book. Van Patten Pub, 1991. ISBN 978-1878823007. PATTEN G.V., 2002: Gardening indoors: the indoor gardener's bible. All-new, completely rev., 4th ed. Portland, Or.?: Van Patten Pub, 2002. ISBN 9781878823311. PAVLOVIC D., NIKOLIC B., DJUROVIC S., WAISI H., ANDJELKOVIC A., MARISAVLJEVIC D., 2014: Chlorophyll as a measure of plant health: Agroecological aspects. In: Pesticidi i fitomedicina. 29. 21-34. 10.2298/PIF1401021P. PILÁŘOVÁ B., 2014: Optimalizace techniky izolace chloroplastů u lišejníkových fotobiontů z rodu Trebouxia [online]. Brno, 2014 [cit. 2018-03-25]. Dostupné z: https://is.muni.cz/th/x50gs/. Diplomová práce. Masarykova univerzita, Přírodovědecká fakulta. Vedoucí práce Peter Váczi. PERRY J.A., 2017: How does humidity influence crop quality? [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: https://www.pthorticulture.com/en/training-center/how-does-humidity-influencecrop-quality/ PETŘÍKOVÁ V., 2006: Energetické plodiny. Praha: Profi Press. ISBN 80-86726-13-4. PETŘÍKOVÁ V., WEGER J., 2015: Pěstování rostlin pro energetické a technické využití: biomasa, bioplyn, krmiva. Praha: Profi Press. ISBN 978-80-86726-69-4. PSSURVIVAL, 2004: Getting Started Everything You Need to Know - Hydroponics. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: http://www.pssurvival.com/ps/hydroponics/hydroponics_getting_started-2004.pdf PUPÍK L., 2013: Liaflor - keramzit speciálně vyvinutý pro hydroponii. In: Magazín legalizace. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: http://www.magazinlegalizace.cz/cs/articles/detail/866-liaflor-keramzit-specialne-vyvinuty-pro-hydroponii 75

RA TSCH CH., 2013: Marihuana jako lék: etnomedicína, užívání a recepty na léčení konopím. Vyd. 1. Olomouc: Fontána, 240 s. ISBN 978-80-7336-703-9. RAHN B., 2015: What is CBN and what are the benefits of this cannabinoid? [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: https://www.leafly.com/news/cannabis-101/what-is-cbn-and-whatare-the-benefits-of-this-cannabinoid RESH H.M., 2015: Hydroponics for the home grower. CRC Press, 352 s. ISBN 9781482239256 RICHTER R., 2004: Draslík. In Ryant, P., Richter, R., Hlušek, J., Fryšáčková, E. Multimediální učební texty z výživy rostlin. [online]. [cit. 2017-10-21]. Dostupné z: http://web2.mendelu.cz/af_221_multitext/vyziva_rostlin/html/biogenni_prvky/ksymptomy.ht m ROBERTO K. 2014: How-to hydroponics. Fourth edition completely revised. New York: Electron Alchemy. ISBN 0-9672026-1-2. ROHÁČEK K., 2006: Fotofyzikální děje během fotosyntetické přeměny zářivé energie na biochemicky využitlelnou formu. [online]. [cit. 2018-3-26]. Dostupné z: http://docplayer.cz/7235339-fotofyzikalni-deje-behem-fotosynteticke-premeny-zariveenergie-na-biochemicky-vyuzitelnou-formu.html ROHÁČEK K., SOUKUPOVÁ J., BARTÁK M., 2008: Chlorophyll fluorescence: A wonderful tool to study plant physiology and plant stress. In Plant Cell Compartments - Selected Topics. Kerala India: Research Signpost, 2008. p. 41-104, 64 pp. B. Schoefs (ed.), 1st edition. ISBN 978-81-308-0104-9. ROMANO B., BORRELLI F., FASOLINO I., CAPASSO R., PISCITELLI F., CASCIO M., PERTWEE R., COPPOLA D., VASSALLO L., ORLANDO P., DI MARZO V., IZZO A., 2013: The cannabinoid TRPA1 agonist cannabichromene inhibits nitric oxide production in macrophages and ameliorates murine colitis. In: British Journal of Pharmacology. 169 (1): 213 29. doi:10.1111/bph.12120 RUNKLE E., 2002: Grower 101: controling photoperiod. In: Greenhouse Product News. 12: 90-93. 76

SEDLÁČKOVÁ S., 2015: Technologie zpracování léčivých bylin [online]. [cit. 2018-03-07]. Dostupné z: https://theses.cz/id/mh2yzo. Bakalářská práce. Mendelova univerzita v Brně, Agronomická fakulta. Vedoucí práce doc. Ing. Jindřiška Kučerová, Ph.D.. SHAVRUKOV Y., GENC Y., HAYES J. 2012: The use of hydroponics in abiotic stress tolerance research. In: Hydroponics - A Standard Methodology for Plant Biological Researches, Dr. Toshiki Asao (Ed.), ISBN: 978953-51-0386-8 SHELBY, 2015: Anatomy of Male and Female Hemp Flowers [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: http://shelbshempanatomy.weebly.com/blog/anatomy-of-male-and-female-hempflowers SCHILLER L., 2016: Grow Hack: Odor Control Strategies & Their Best Applications. [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: https://hightimes.com/grow/grow-hack-odor-controlstrategies-their-best-applications/ SIDEMAN B., SAUNDERS O., 2014: Brussels sprouts variety trial and topping study. [online]. [cit. 2018-03-07]. Dostupné z: https://extension.unh.edu/resources/files/resource003914_rep5563.pdf SLADKÝ V., 2004: Konopí, šance pro zemědělství a průmysl. Praha: Ústav zemědělských a potravinářských informací, 64 s., 4 s. barev. obr. příl. Zemědělské informace. ISBN 80-727- 1145-8. SMALL E., MARCUS D., 2002: Hemp: A new crop with new uses for North America [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: https://www.hort.purdue.edu/newcrop/ncnu02/v5-284.html SOCHOR J., SALAŠ P., PLÁTENÍKOVÁ M., ADAM V., KIZEK R., 2011: Stanovení obsahu chlorofylu a intenzity fluorescence chlorofylu u rostlin v polních podmínkách. In Bláha, L. -- Hnilička, F. Vliv abiotických a biotických stresorů na vlastnosti rostlin 2011. 1. vyd. Praha Ruzyně: Výzkumný ústav rostlinné výroby, v. v. i., 2011, s. 269--272. ISBN 978-80-7427-068-0. SON K.H., OH M.M., 2015: Growth, photosynthetic and antioxidant parameters of two lettuce cultivars as affected by red, green, and blue light-emitting diodes, In: Hortic. Environ. Biotechnol. (2015) 56: 639. https://doi.org/10.1007/s13580-015-1064-3 77

STAMBERGER J., 2018: How to properly store your marijuana. [online]. [cit. 2018-03-07]. Dostupné z: https://news.medicalmarijuanainc.com/properly-store-marijuana/ STARCEVIC L., 1979: A study of relations between some anions and cations (N, S, P, K, Ca and Mg) and their effect on yield, fiber quality and content in different parts of hemp plant. Proceedings of Natural Sciences of Matica Srpska 57, 109-172, STEVENS P.F., 2012. Angiosperm Phylogeny Website [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: http://www.mobot.org/mobot/research/apweb/ STRASSER R.J., GOVINDJEE G., 1992: The Fo and the O-J-I-P Fluorescence Rise in Higher Plants and Algae. In: Argyroudi-Akoyunoglou J.H. (eds) Regulation of Chloroplast Biogenesis. Nato ASI Series (Series A: Life Sciences), vol 226. Springer, Boston, MA, https://doi.org/10.1007/978-1-4615-3366-5_60 STŘEDA T., STRAŠIL Z., 2014: Pěstování rostlin pro nepotravinářské účely: speciální část. Brno: Mendelova univerzita v Brně. ISBN 978-80-7509-005-8. STUTTE G.W., EDNEY S., SKERRITT T., 2009: Photoregulation of bioprotectant content of red leaf lettuce with light-emitting diodes. In: HortScience, 44 (1), pp. 79-82. SUGGETT D., PRASIL O., BOROWITZKA M., 2010: Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences. Methods and Applications. 10.1007/978-90-481-9268-7. SÚKL, 2013: Pravidla správné pěstitelské praxe pro pěstování konopí pro léčebné účely. [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: www.sukl.cz/file/76460_1_1 ŠNOBL J., 2004: Rostlinná výroba IV.: (chmel, len, konopí, využití biomasy k energetickým účelům). V Praze: Česká zemědělská univerzita, Agronomická fakulta, Katedra rostlinné výroby. ISBN 80-213-1153-3. ŠMIROUS P., ONDRÁČKOVÁ E., SEIDENGLANZ M., VACULÍK A., ŠAFÁŘ J., 2016. Integrovaná ochrana lnu a konopí, s. 39. [online]. [cit. 2017-08-14]. Dostupné z: http://www.oseva-vav.cz/sior/len,konopi.pdf TEJKALOVÁ K., 2013: Co je zelená renesance? Aneb návrat tradiční medicíny [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: https://www.online.muni.cz/vite/3975-co-je-zelena-renesance-anebnavrat-tradicni-mediciny 78

TELLER A., 2015: Growing cannabis indoors: the ultimate concise guide on how to grow massive marijuana plants indoors. [online]. [cit. 2018-02-08]. Dostupné z: http://catnews.org/free%20pot%20books/growing%20cannabis%20indoors%20- %20Anthony%20Teller.pdf THOMAS M., 2012: Cannabis cultivation: a complete grower's guide. 3rd ed. San Francisco: Green Candy Press,. ISBN 9781931160988. TICHÝ R., 2015: Druhy větráků jaký je mezi nimi rozdíl a který větrák na co použít. [online]. [cit. 2018-02-08]. Dostupné z: https://magazin.specialnizahradnictvi.cz/druhyvetraku-jaky-je-mezi-nimi-rozdil-a-ktery-vetrak-na-co-pouzit/ TIWARI R., RANA C.S., 2015: Plant secondary metabolites: a review. IJERGS. 3. 661-670. TOSTI G., BENINCASA P., CORTONA R., FALCINELLI B., FARNESELLI M., GUIDUCCI M., ONOFRI A., PANNACCI E., TEI F., GIULIETTI M., 2017: Growing lettuce under multispectral light-emitting diodes lamps with adjustable light intensity. In: Italian Journal of Agronomy, 13(1), 57-62. https://doi.org/10.4081/ija.2017.883 TREJO-TÉLLEZ L.I., GÓMEZ-MERINO F.C., 2012: Nutrient Solutions for Hydroponic Systems In: Hydroponics - A Standard Methodology for Plant Biological Researches, Dr. Toshiki Asao (Ed.), ISBN: 978953-51-0386-8 VASUDEVAN S.N., SUDARSAN J.S., KURDIKERI M.B., DHARMATTI P.R., 2008: Influence of apical bud pinching, chemical spray and physiological maturity on seed yield and quality of fenugreek. In: Karnataka J. Agric. Sci., 21 (1), 26-29 VERA C.L., MALHI S.S., PHELPS S.M., MAY W.E., JOHNSON E.N., 2010: N, P, and S fertilization effects on industrial hemp in Saskatchewan. In Canadian Journal of Plant Science, 90(2): 179-184, https://doi.org/10.4141/cjps09101 VOMÁČKA V., 2017: Vliv skladování na změny obsahových látek konopí [online]. [cit. 2018-03-07]. Dostupné z: https://theses.cz/id/rc65dk. Diplomová práce. Mendelova univerzita v Brně, Agronomická fakulta. Vedoucí práce MVDr. Ing. Václav Trojan, Ph.D.. WANG M., WANG Y.-H., AVULA B., RADWAN M. M., WANAS A. S., VAN ANTWERP J., KHAN I. A., 2016: Decarboxylation Study of Acidic Cannabinoids: A Novel Approach Using Ultra-High-Performance Supercritical Fluid Chromatography/Photodiode Array-Mass 79

Spectrometry. In: Cannabis and Cannabinoid Research, 1(1), 262 271. http://doi.org/10.1089/can.2016.0020 WIDELSKI J., KUKULA-KOCH W.A., 2017: Chapter 17 - Psychoactive Drugs. In: Pharmacognosy, edited by Simone Badal and Rupika Delgoda, Academic Press, Boston, 2017, Pages 363-374, ISBN 9780128021040, https://doi.org/10.1016/b978-0-12-802104- 0.00017-2. WIDOWMAKER, 2006: Beginers guide to growing marihuana. [online]. [cit. 2017-09-05]. Dostupné z: http://catnews.org/free%20pot%20books/beginners%20guide%20growing%20marijuana %20Walkthrough%20-%20WidowMaker.pdf YEH N., DING T.J., YEH P., 2015: Light-emitting diodes light qualities and their corresponding scientific applications. In: Renewable and Sustainable Energy Reviews, Volume 51, 2015, Pages 55-61, ISSN 1364-0321, https://doi.org/10.1016/j.rser.2015.04.177. Zákon č. 167/1998 Sb., o návykových látkách a o změně některých dalších zákonů. In: Sbírka zákonů. 11. 6. 1998. ZELICHT I., 1975: Improving the Efficiency of Photosynthesis. In: Science 09 May 1975: Vol. 188, Issue 4188, pp. 626-633 DOI: 10.1126/science.188.4188.626 ZHENG L., LABEKE M.C., 2017: Long-term effects of red- and blue-light emitting diodes on leaf anatomy and photosynthetic efficiency of three ornamental pot plants. In: Frontiers in Plant Science. VOL. 8, PP, 917, DOI:10.3389/fpls.2017.00917 ZUARDI A.W., CRIPPA J.A.S., HALLAK J.E.C., MOREIRA F.A., GUIMARÃES F.S., 2006: Cannabidiol, a Cannabis sativa constituent, as an antipsychotic drug. In: Brazilian Journal of Medical and Biological Research, 39(4), 421-429. https://dx.doi.org/10.1590/s0100-879x2006000400001 80

9 SEZNAM TABULEK Tabulka 1: Seznam odrůd konopí povolených v Evropském společenství uvedených ve Společném katalogu odrůd konopí dostupný z webových stránek celní správy ČR Tabulka 2: Potřeba živin v kg na vytvoření 1 tuny semene nebo stébel konopí Tabulka 3: Průběh experimentu a činnosti prováděné v jednotlivých týdnech Tabulka 4: Analýza variance kvantového výtěžku elektronového transportu PS II Tabulka 5: Analýza variance výnosu sušiny samičího květenství Tabulka 6: Analýza variance CBDA Tabulka 7: Analýza variance CBD Tabulka 8: Analýza variance THCA Tabulka 9: Analýza variance Δ 9 -THC 81

10 SEZNAM OBRÁZKŮ A GRAFŮ Obrázek 1: Syntéza THCA z CBGA a následná dekarboxylace THCA na Δ 9 -THC Obrázek 2: Syntéza THCVA z CBGVA a následná dekarboxylace THCVA na THCV Obrázek 3: Syntéza CBDA z CBGA a následná dekarboxylace CBDA na CBD Obrázek 4: Syntéza CBCA z CBGA a dekarboxylace CBCA na CBC Obrázek 5: Oxydativní degradace Δ 9 -THC na CBN Obrázek 6: Světelné spektrum využívané rostlinami Obrázek 7: Znázornění zastřižení metodou TOP a metodou FIM Graf 1: Hodnoty kvantového výtěžku elektronového transportu fotosystému II pro jednotlivé varianty zastřižení TOP, FIM, Kontrola a varianty osvětlení BR a W Graf 2A, B, C: Normalizované křivky dle vzorce Vf = (Fx - F0) / (Fm - F0) znázorňující průběh rychlé fáze fluorescenční indukce rostlin adaptovaných na tmu (15 minut). Graf 3A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin zastřižených metodou TOP. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin Graf 4A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin zastřižených metodou FIM. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin Graf 5A, B, C: Křivky znázorňují průběh pomalé fáze fluorescence chlorofylu a u rostlin bez zastřižení. Jednotlivé body v grafu značí hodnoty nefotochemického zhašení těchto rostlin Graf 6: Výnos usušeného samičího květenství rostlin Graf 7: Obsah CBDA v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant Graf 8: Obsah CBD v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant Graf 9: Obsah THCA v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant Graf 10: Obsah Δ 9 -THC v mg/g sušiny samičího květenství u jednotlivých variant 82

11 PŘÍLOHY Příloha 1: Climacell s rostlinami 1. týden růstové fáze 83

Příloha 2: Rostlina zastřižená metodou TOP Příloha 3: Rostlina zastřižená metodou FIM 84

Příloha 4: Rostlina bez zastřižení Příloha 5: Pohled na rostliny chemotypu C7-2. týden od zastřižení rostlin (zleva: Kontrola, FIM, TOP) 85

Příloha 6: Pohled na rostliny chemotypu A13-2. týden od zastřižení rostlin (zleva: Kontrola, FIM, TOP) Příloha 7: Přístroj FluorPen FP100 a měření fluorescenčních parametrů 86

Příloha 8: Display Climacellu zobrazující klimatické podmínky Příloha 9: Kvetoucí samičí rostlina konopí 5. týden květové fáze 87

Příloha 10: Žláznaté trichomy na rostlině 5. týden květové fáze Příloha 11: Kvetoucí samičí rostlina konopí v den sklizně 7. týden květové fáze 88

Příloha 12: Pohled na rostliny osvětlené bílým LED osvětlením v den sklizně 7. týden květové fáze Příloha 13: Pohled na rostliny osvětlené kombinací modročerveného LED osvětlení v den sklizně 7. týden květové fáze 89

Příloha 14: Climacell s rostlinami v den sklizně 7. týden květové fáze 90