Náze Transgenoze rostlin a její využití Doc. RNDr. Jindřich Bříza, CSc. Mgr. Daniela Pavingerová, CSc. Počet hodin přednášek 6 Počet hodin cvičení 32 Počet studentů max. 6 letní Seznámit studenty jednak s principy vnášení genů do rostlinného genomu a jeho využitím při šlechtění odrůd zemědělských plodin nebo k produkci farmaceuticky či jinak zajímavých látek v rostlinách, jednak s možnostmi detekce transgenů v rostlinách. 1) Základní principy transgenoze rostlin a její využití pro produkci nových odrůd. 2) Transformace plastidů a mitochondrií. 3) Selekční a reportérové geny. 1) Přímá metoda transformace protoplastů pomocí PEG (3 části). 2) Nepřímá metoda transformace rostlinných segmentů bakteriemi Agrobacterium tumefaciens (2 části). 3) Histochemické a fluorometrické stanovení exprese genu gus v transgenním pletivu. 4) Důkaz transgenu v regenerovaných prýtech pomocí tissue-pcr, příprava materiálu na biolistickou transformaci. 5) Biolistická transformace chloroplastů tabáku a buněčné suspenze smrku pomocí mikropartikulí Au. 6) Detekce transgenu v plastidových transformantech tabáku. 7) Stanovení transientní exprese genu gus po biolistické transformaci. 1) Ondřej, M., Drobník, J.: Transgenoze rostlin, Academia Praha 2002. 2) Stewart, C.N. (ed.): Transgenic Plants: Current Innovations and Future Trends, Horizon Scientific Press Wymondham, 2003. 3) Wang, K. (ed.): Agrobacterium Protocols (2nd ed.), vol. 1, Methods in Molecular Biology 343, Humana Press Totowa, 2006. 4) Maliga, P.: Plastid transformation in higher plants. Annu. Rev. Plant Biol. 55: 289-313, 2004. 5) Sundar, I.K., Sakthivel, N.: Advances in selectable marker genes for plant transformation. J. Plant Physiol. 165: 1698-1716, 2008. Základní znalosti z genetiky a molekulární biologie včetně praktických zkušeností z výzkumné laboratoře.
Náze Počet hodin přednášek Počet hodin cvičení Počet studentů Základní metody molekulární biologie Mgr. Radmila Čapková Frydrychová, Ph.D. Mgr. Radmila Čapková Frydrychová, PhD., Mgr. Václav Brož, Mgr. Jindra Šíchová, Mgr. Miroslava Sýkorová zimní/letní Cílem kurzu je zaškolit studenty do základních přístupů molekulární biologie, tj. do všeho, co potřebují pro úspěšný vstup do molekulárnické laboratoře. Úspěšným dosažením tohoto cíle by mělo být to, že pokud školitel zjistí, že student již absolvoval tento kurz, tak bude vědět, že ušetří spoustu času při zaškolování studenta do jím používaných molekulárních metod student již od počátku bude vykazovat určitou úroveň samostatnosti. 1. Základní orientace v molekulárnické laboratoři, přístrojové vybavení, chemikálie a příprava reagencií. 2. Práce se sekvencemi základní pravidla, orientace v databázích, zpracování sekvencí v počítači 3. Izolace různých typů nukleových kyselin, základní analýza DNA, elektroforéza. 4. Klonování DNA různé přístupy, vektory, restrikční enzymy, úpravy sekvencí v počítači, návrh klonovacího postupu. 5. PCR a její nejrůznější aplikace. 6. Speciální přednáška - Problematika genetických modifikací, školení o geneticky modifikovaných organismech (GMO). 7. Značení a detekce nukleových kyselin, hybridizace, blotování. 8. Sekvenování DNA 1. Příprava základních roztoků 2. Izolace nukleových kyselin 3. PCR reakce, gelová elektroforéza, TA klonování do vektoru, transformace bakterií, izolace plazmidu, ověření na gelu a kvantifikace 4. Restrikční mapování plazmidu 5. Sekvenace zaklonovaného fragmentu a jeho určení pomocí BLAST 6. Western blot SDS PAGE, blotování, chemiluminiscenční detekce 7. Southern blot ŠMARDA Jan, DOŠKAŘ Jiří, PANTŮČEK Roman, RŮŽIČKOVÁ Vladislava, KOPTÍKOVÁ Jana. Metody molekulární biologie. Vyd. 1. Brno: Masarykova univerzita, 2005.
BARKER Kathy. At the Bench A Laboratory Navigator. Updated Edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York, 2005. Materiály k přednáškám, laboratorní protokoly ke cvičením. Kurz je vhodný pro studenty po té, co absolvují Základy buněčné biologie, Fyzikální chemii, Genetiku a Biochemii. Výhodou je také absolvování Molekulární biologie, ale není podmínkou. Kurz je vhodný i pro studenty, kteří již nějakou dobu pracují v molekulárnické laboratoři a chtějí si doplnit vzdělání.
Náze Počet hodin přednášek Počet hodin cvičení Počet studentů Pokročilé metody molekulární biologie Mgr. Radmila Čapková Frydrychová, PhD. Mgr. Radmila Čapková Frydrychová, PhD.; Mgr. David Doležel, PhD.; Mgr. Peter Koník, Mgr. Miroslava Sýkorová, Mgr. Jindra Šíchová dle příslušného lektora dle příslušného lektora zimní/letní Cílem kurzu je umožnit studentům zvládnutí vybraných pokročilých technik molekulární biologie. Průběh a forma jednotlivých metod je plně v kompetenci lektora a student by měl obsáhnout nejen teorii, ale u většiny metod i zvládnout obsluhu přístroje a interpretovat výsledky. Každá z následujících metod obsahuje jak teorii, tak praktické cvičení. a cvičení 1. Real-time PCR 2. Fluorescence in situ hybridizace (FISH) 3. Hmotnostní spektroskopie 4. Analýza exprese pomocí modelu drozofily - imunodetekce, reportérové systémy 5. Exprese rekombinantního proteinu 6. Metody studia chromatinu Materiály a protokoly poskytnuté lektorem G. Hannon, ed. (2003) RNAi: A Guide to Gene Silencing; Cold Spring Harbor Laboratory Press, 436 pp. Julie Logan, Kirstin Edwards and Nick Saunders (2009) Real-Time PCR: Current Technology and Applications. Higgins SJ, Hames BD. (2004) Protein Expression: A Practical Approach. Oxford, UK: Oxford University Press. pp. 304. E. Hoffman and V. Stroobant (2007) Mass Spectrometry: Principles and Applications 3rd ed., 502 pp. Philippe Collas (2009) Chromatin Immunoprecipitation Assays: Methods and Protocols, Vol. 567. Kurz je určen pro studenty, kteří již mají základy v molekulární biologii (tzn. že absolvovali např. kurz Základní metody molekulární biologie, nebo Metody molekulární biologie na PřF) a chtějí si rozšířit své zkušenosti.
Fyzikální metody v ekologii: Systémová analýza toků energie a látek v Náze ekosystému Dalibor Janouš Doc. Ing. Dalibor Janouš, CSc., Mgr. Otmar Urban, PhD, Ing. Radek Pokorný, PhD. Počet hodin přednášek 16 Počet hodin cvičení 12 Počet studentů 10-12 Letní Obeznámit studenta se základními metodami výzkumu v oboru ekologické fyziologie rostlin a osvojení si systémového přístupu. Kurzy se zaměřují na různé úrovně ekosystémů a na vazby v nich působící: od úrovně listu, přes porost až po úroveň regionů a od mikroklimatu až po globální klimatické změny. Fyzikální faktory prostředí: měření mikroklimatu Ekofyziologie rostlin: historie výzkumu, metody měření fotosyntézy a respirace, fixace CO 2, biochemie respirace, ekologie fotosyntézy a respirace, vliv zvýšeného CO 2 na fotosyntézu rostlin. Toky uhlíku v ekosystémech: metody eddy-kovariance, les jako úložiště/zdroj uhlíku, krátkodobé a dlouhodobé faktory ovlivňující schopnost lesů poutat uhlík. Transpirace rostlin: Hospodaření rostlin s vodou a faktory ovlivňující efektivitu využívání vody. Metody fluorescence a spektroskopie: zobrazovací a nezobrazovací metody fluorescence a spektroskopie, aplikace metod ve fyziologii rostlin, úvod do dálkového průzkumu Země. Obeznámení se s praktickým měřením rychlosti fotosyntézy, respirace, transpirace, fluorescence chlorofylu a optických vlastností (reflektance a transmitance) a eddy-kovarianční technikou. S. Procházka, I. Macháčková, J. Krekule, J. Šebánek a kol.: Fyziologie rostlin, Academia, Praha 1998. W. Larcher: Ekologická fyziologie rostlin, Academia, Praha 1989. L. Nátr: Proč se bát CO2? Země jako skleník, Academia, Praha 2006. G. C. Papageorgiou and Govindjee: Chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis, Springer, Dodrecht 2004. T. M. Lillesand, R. W. Kiefer, J. W. Chipman: Remote sensing and image interpretation, Jon Wiley and Sons, USA 2004. Žádné
Náze Počet hodin přednášek cca 22 Počet hodin cvičení cca 22 Počet studentů Max. 6 Spektroskopie: Fluorescenční a radioizotopové metody v mikrobiální ekologii RNDr. Jan Jezbera, PhD. prof. RNDr. Karel Šimek, CSc., doc. RNDr. Jaroslav Vrba, CSc., RNDr. Jiří Nedoma, CSc., RNDr. Karel Horňák, PhD., RNDr. Petr Znachor, PhD., RNDr. Jan Jezbera, PhD. Zimní/Letní Seznámení s moderními metodami používanými v současné mikrobiální ekologii, založenými na (často kombinovaném) využití fluorescence, počítačové analýzy obrazu, průtokové cytometrie a radioaktivně značených látek. Tyto metody jsou výhodné pro svou specifičnost, citlivost a relativní jednoduchost, či rychlost při zpracování velkého množství parametrů buněk (např. průtoková cytometrie). Důraz bude kladen na praktické provedení metod a interpretaci výsledků. Blok A K. Šimek, J. Jezbera: Blok A - Fluorescenční mikroskopie a její využití v mikrobiální ekologii (2 hodiny) Vysvětlení pojmů primární a sekundární fluorescence, specifická vazba fluorochromů; nejčastější aplikace metod a jejich kombinací; řešení vybraných otázek interakcí mikroorganismů s použitím různých fluorochromů či jejich kombinováním při různých vlnových délkách; kombinace fluorescenční mikroskopie s metodami studujícími taxonomickou příslušnost mikroorganismů a jejich fyziologických vlastností. V přednášce je prezentována široká škála aplikací fluorescenčních metod při studiu interakci viry-bakterie, bakterie-řasy, kolonizace řas bakteriemi, interakce bakterie-viryprvoci a jejich dopad na formování společenstev bakterioplanktonu. Dále jsou prezentovány ukázky odhadu rychlosti příjmu bakterií různými skupinami prvoků, role přisedlých a volně plovoucích prvoků a mixotrofních prvoků v planktonních ekosystémech. Praktické cvičení (4 6 hodin): využití základních fluorochromů, autofluorecsence mikroorganismů, rozlišení autotrofní heterotrofní, prokaryota eukaryota; využití vícenásobného diferenciálního barvení fluorochromy v mikrobiální ekologii, modelový systém predátor kořist. Blok B J. Jezbera, K Horňák: Blok B - Moderní metody studia bakterií z prostředí izolace, identifikace, aktivita (4 hodiny) Přehled současných metod izolace bakterií, jejich přednosti a nevýhody; vzorkování, fixace a identifikace sladkovodních heterotrofních bakterií za pomoci Fluorescenční In Situ Hybridizace (FISH) na sklíčkách a filtrech; Catalyzed Reporter Deposition FISH (CARD-FISH) jako moderní alternativa, její výhody a nevýhody; princip mikroautoradiografie (MAR) použití značených substrátů ( 3 H, 14 C, 32 P, 33 P) pro planktonní objekty různých velikostí; kombinace MAR-FISH k detekci specifické aktivity.
Praktické cvičení (8 10 hodin): filtrace a fixace sladkovodních bakterií, klasická FISH, CARD-FISH, MAR-FISH s 3 H-substráty, interpretace výsledků. Blok C K. Horňák: Blok C - Využití průtokové cytometrie v mikrobiální ekologii vody (2 hodiny) Průtoková cytometrie se využívá především pro snadnou a rychlou kvantifikaci planktonních mikrobů, zejména bakterií a pikosinic, ale také prvoků, fytoplanktonu a virů, rozlišených na základě vzájemné kombinace parametrů rozptylu světla a (auto)fluorescence. Pomocí vhodných fluorescenčních barviv lze stanovit obsah nukleových kyselin, stav cytoplasmatické membrány nebo respirační aktivitu. Ke stanovení autotrofních buněk se s výhodou využívají jejich fotosyntetické pigmenty, podle jejichž složení lze rozlišit jednotlivé skupiny autotrofů. Průtoková cytometrie umožňuje účinně a rychle analyzovat velké množství buněk (~1 000 buněk/s) při zachování velmi malého objemu vzorků (~1 ml) a postihnout tak velkou variabilitu v rámci celého společenstva. Pomocí vnitřního standardu o známé koncentraci a velikosti částic je stanovena početnost a případně odhadnuta velikost buněk ve vzorku. Navíc je možné oddělit (vytřídit) cílovou populaci buněk ze směsného vzorku. Praktické cvičení (4 hodiny): seznámeni s průtokovým cytometrem, příprava a barvení vzorků, stanovení celkových počtů a podíl živých bakterií v přírodním vzorku, rozlišení vybraných kultur řas ve směsném vzorku na základě obsahu fotosyntetických pigmentů. Blok D J. Nedoma: Blok D - Použití radioaktivně značených látek v mikrobiální ekologii (4 hodiny) Navzdory explozivnímu nástupu fluorescenčních metod ve všech odvětvích biologie zůstávají izotopové metody nezastupitelným nástrojem pro standardní stanovení souhrnných produkčních parametrů jako je primární produkce, bakteriální produkce, a pro kvantifikaci některých důležitých látkových toků, které mají zásadní význam pro funkci vodních ekosystémů: využívání extracelulárních produktů řas bakteriemi, obrat a toky živin, zejména rozpuštěných fosforečnanů, apod. Praktické cvičení (6 hodin): Primární produkce fytoplanktonu 14 C metodou, velikostní frakcionace a extracelulární produkce, reasimilace extracelulárních produktů fytoplanktonu. Stanovení bakteriální produkce pomocí inkorporace 3 H-thymidinu a 14 C- nebo 3 H-leucinu. Blok E J. Vrba, P. Znachor: Blok E - Fluorescenční detekce a kvantifikace aktivity na úrovni buněk a populací (4 hodiny) Umělé fluorigenní substráty umožňují citlivou detekci enzymatických aktivit ve vodním prostředí nebo v půdě. Ve vzorcích vody a planktonu lze odlišit různé zdroje (původce) enzymové aktivity pomocí velikostní frakcionace (filtrace) a substrátové kinetiky; stanovení parametrů Km a Vmax ve směsi více enzymů pomocí speciálního software. Blok A - K. Šimek, J. Jezbera: Praktické cvičení (4 6 hodin): využití základních fluorochromů, autofluorecsence mikroorganismů, rozlišení autotrofní heterotrofní, prokaryota eukaryota; využití vícenásobného diferenciálního barvení fluorochromy v mikrobiální ekologii, modelový systém predátor kořist.
Blok B - J. Jezbera, K Horňák: Praktické cvičení (6 hodin): filtrace a fixace sladkovodních bakterií, klasická FISH, CARD-FISH, MAR-FISH s 3 H-substráty, interpretace výsledků. Blok C - K Horňák: Praktické cvičení (4 hodiny): seznámení s průtokovým cytometrem, příprava a barvení vzorků, stanovení celkových počtů a podíl živých bakterií v přírodním vzorku, rozlišení vybraných kultur řas ve směsném vzorku na základě obsahu fotosyntetických pigmentů. Blok D J. Nedoma: Praktické cvičení (6 hodin): Primární produkce fytoplanktonu 14 C metodou, velikostní frakcionace a extracelulární produkce, reasimilace extracelulárních produktů fytoplanktonu. Stanovení bakteriální produkce pomocí inkorporace 3 H-thymidinu a 14 C- nebo 3 H-leucinu. Blok E J. Vrba, P. Znachor: Praktické cvičení (4 hodiny): S pomocí speciálních fluorochromů označené substráty umožňují zviditelnit enzymy na povrchu mikrobiálních buněk či v tělech bezobratlých, resp. rozlišit rostoucí, dělící se či neaktivní mikrobiální buňky; metoda FLEA (Fluorescently Labelled Enzyme Activity) kombinuje epifluorescenční detekci a lokalizaci vybraných enzymů a kvantifikaci jejich (specifické) aktivity. Gasol, J. M., del Giorgio, P. A. (2000) Using flow cytometry for counting natural planktonic bacteria and understanding the structure of planktonic bacterial communities. Sci. Mar. 64(2): 197-224. Hobbie, J.E., Daley,R.J. and Jasper,S., 1979: Use of Nuclepore filters for counting bacteria by epifluorescence microscopy. Appl. Environ. Microbiol. 33: 1225-1228. Hoppe H.G. 1993. Use of fluorogenic model substrates for extracellular enzyme activity (EEA) measurement of bacteria. In: Kemp P.F., Sherr B.F., Sherr E.B., Cole J.J. (eds) Handbook of methods in aquatic microbial ecology, pp. 423 431. Lewis, Boca Raton. Nedoma J., Štrojsová A., Vrba J., Komárková J., Šimek K. 2003. Extracellular phosphatase activity of natural plankton studied with ELF97 phosphate: fluorescence quantification and labelling kinetics. Environ. Microbiol. 5: 462 472. Porter K. G. and Feig Y.S., 1980. The use of DAPI for identifying and counting aquatic microflora. Limnol. Oceanogr., 25, 943-948. Rieman,B., Sondergaard,M. (Eds): Carbon dynamics in eutrophic, temperate lakes. Elsevier, Amsterdam, 1986. Sherr B. F., Sherr E.B. and Fallon R. D., 1987. Use of monodispersed, fluorescently labelled bacteria to estimate in situ protozoan bacterivory. Appl. Environ. Microbiol., 53, 958-965. Sherr EB, Sherr BF (1993) Protistan grazing rates via uptake of fluorescently labeled prey. In: Kemp PF, Sherr BF, Sherr EB, Cole JJ (eds) Handbook of methods in aquatic microbial ecology. Lewis Publishers, Boca Raton, p 695 701 Šimek, K., Jürgens K., Nedoma, J., Comerma, M., Armengol, J. 2000: Ecological role and bacterial grazing of Halteria spp.: Small oligotrichs as dominant pelagic ciliate bacterivores. Aquat. Microb. Ecol. 22: 43-56. Štrojsová A., Vrba J. 2006. Phytoplankton extracellular phosphatases: Investigation using the ELF (Enzyme Labelled Fluorescence) technique. Pol. J. Ecol. 54: 715 723.
Štrojsová M., Vrba J. 2007. Rotifer digestive enzymes: Direct detection using the ELF technique. Hydrobiologia 593: 159 165. Znachor P., Nedoma J. 2008. Application of the PDMPO technique in studying silica deposition in natural populations of Fragilaria crotonensis (Bacillariophyceae) at different depths in a eutrophic reservoir. J. Phycol. 44: 518 525. Student(ka) doktorandského studia.
Náze Počet hodin přednášek 8 Počet hodin cvičení 16 Počet studentů Max. 6 Fluorescence chlorofylu in vivo RNDr. Karel Roháček, CSc. RNDr. Karel Roháček, CSc. LS Seznámit posluchače s teoretickými i experimentálními základy metody PAMfluorimetrie, jež se stala nepostradatelnou při studiu fotosyntézy u rostlin ve stavu in vivo, v normálních i stresových podmínkách. Tylakoidní membrána, elektronový transport, fluorescence chlorofylu a. Fotochemické a nefotochemické procesy, princip PAM-fluorimetrie. Fluorescenční indukční křivka (rychlá i pomalá), fluorescenční parametry. Příklady aplikace PAM-fluorimetrie při studiu primární fotosyntézy in vivo. Záznam, zpracování a rozbor rychlé fluorescenční indukční křivky měřené na zdravém a stresovaném listu vyšší rostliny (např. fazolu). Záznam, zpracování a rozbor pomalé fluorescenční indukční křivky měřené na zdravém a stresovaném listu vyšší rostliny (např. fazolu). Maxwell K., Johnson G.N.: Chlorophyll fluorescence - a practical guide. J. Exp. Bot. 51: 659-668, 2000. Procházka S., Macháčková I., Krekule J., Šebánek J. a kol.: Fyziologie rostlin. ACADEMIA, Praha, 484 stran, 1998. ISBN 80-200-0586-2. Roháček K., Soukupová J., Barták M.: Chlorophyll fluorescence: A won-derful tool to study plant physiology and plant stress. In: Schoefs B. (ed.) Plant Cell Compartments - Selected Topics. Research Signpost, Kerala, India, pp. 41-104, 2008. ISBN 978-81-308-0104-9. Whitmarsh J., Govindjee: The photosynthetic process. Publikace zveřejněná na http://www.life.illinois.edu/govindjee/paper/gov.html. Minim. úplné středoškolské vzdělání, základní znalost fotosyntézy a fyziologie rostlin, základy práce s PC (MS Office).
Náze SYLABY VZDĚLÁVACÍCH KURZŮ Počet hodin přednášek 12 Počet hodin cvičení cca 20 Počet studentů max. 6 Spektroskopie: Stabilní izotopy v biologii a ekologii prof. Ing. Hana Šantrůčková, CSc. doc. Ing. Jiří Šantrůček, CSc., prof. Ing. Hana Šantrůčková, CSc., Mgr. Jan Okrouhlík, Mgr. Daniel Vrábl, Mgr. Martina Vašková, RNDr. Jiří Květoň, CSc. Letní Cílem je podat studentům základní teoretické i praktické informace o přirozeném zastoupení a frakcionaci stabilních izotopů v životním prostředí a o tom jak analýzy stabilních izotopů mohou přispět k poznání dějů probíhajících v organizmech, v ekosystému i v globálních biogeochemických procesech. Zmíněny budou i medicínské a hospodářsko-právní aplikace. 1. Izotopové desatero - Definice, terminologie a měření (Jiří Šantrůček) 2. Izotopové desatero - Modely (frakcionace a míchání) (Hana Šantrůčková) 3. Fotosyntéza a 13 C (Jiří Šantrůček) 4. Izotopy vody v biosféře (Jiří Šantrůček) 5. 13 C v ekosystému (Hana Šantrůčková) 6. 15 N v ekosystému (Hana Šantrůčková) 7. Trofické potravní řetězce (Hana Šantrůčková) 8. Stabilní izotopy ve fyziologii živočichů (Jan Okrouhlík) Cvičení je vedeno formou samostatných projektů, vždy pro 2 studenty. Projekty jsou ukončeny odbornou presentací a sepsáním vědecké publikace: 1. Identifikace vína pomocí stabilních izotopů deuteria a kyslíku. (Jiří Květoň a Ladislav Marek) 2. Kdy se u řeřichy rozbíhá fotosyntéza aneb izotopový signál uhlíku v průběhu ontogeneze. (Martina Vašková). 3. Listy trav jako registrační luxmetr. (Jiří Šantrůček) 4. Vliv vodního stresu na účinnost využití vody a diskriminaci 13C u tří odrůd ječmene (Daniel Vrábl) 5. Je tulení energeticky výhodné? (Jan Okrouhlík) Ehleringer J.R., Hall A.E., Farquhar G.D. (Eds) 1993. Stable isotopes and Plant Carbon-Water Relations. Academic Press, London. Griffiths H. (Ed) 1998. Stable isotopes. Integration of biological, ecological and geochemical processes. Bios, Oxford, UK. Griffiths H. et al.1999: Stable isotopes reveal exchanges between soil, plants and the atmosphere. In: Press M.C., Scholes J., Barker M.G. (eds.) Physiological Plant Ecology. Blackwell Sci. CD s přednáškami a projekty
Náze Počet hodin přednášek 10 Počet hodin cvičení 18 Počet studentů max. 10 Letní Moderní metody cirkadiání biologie doc. RNDr. Ivo Šauman, PhD. Mgr. David Doležel, PhD., PaedDr. Radka Závodská, PhD., Mgr. Hanka Sehadová, PhD. Cílem tohoto kurzu je seznámit studenty s problematikou současné chronobiologie a s nejmodernějšími molekulárními a zobrazovacími metodami studia cirkadiánních biologických rytmů. Jedná se tudíž o kombinovaný kurz teoretických přednášek společně s praktickými laboratorními a mikroskopickými technikami. Úvod do problematiky současné cirkadiánní biologie. Biologické rytmy, fotoperiodismus, funkční genetika. Úvod do laserové konfokální mikroskopie; využití při studiu genů cirkadiánních biologických hodin. Imunohistochemické metody v cirkadiánní biologii: pitvání a fixace mozků hmyzu, zalévání do paraplastu, aplikace protilátek, detekce pomocí enzymatické reakce nebo fluorescence, pozorování a dokumentace výsledků pomocí mikroskopu s DIC a epifluorescencí vybaveného moderními citlivými CCD kamerami. Konfokální mikroskopie praktická část: praktické seznámení s laserovým skenovacím konfokálním mikroskopem, pozorování vlastních preparátů, digitální analýza obrazu, trojrozměrné rekonstrukce skenovaných tkání. Jay C. Dunlap, Jennifer J. Loros and Patricia J. DeCoursey. 2004. Chronobiology-Biological Timekeeping. Sinauer Associates, Inc. Publishers, Sunderland, Massachusetts, USA. D.S. Saunders. 2002. Insect Clocks. Third Edition. Elsevier, Amsterdam, The Netherlands. http://www.circadian.org Minimálně ukončené Bc. v experimentálním biologickém oboru
Náze Počet hodin přednášek 30 Počet hodin cvičení 46 Počet studentů 4 6 jen v ZS Metody detekce rostlinných patogenů prof. Ing. Josef Špak, DrSc. prof. Ing. Josef Špak, DrSc., Ing. Darina Kubelková, Ing. Jana Fránová, Ph.D., Ing. Jaroslava Přibylová, Ph.D., Mgr. Ondřej Lenz, Ph.D., Ing. Ivan Mráz, CSc. Seznámení se současným stavem poznání rostlinných virů, viroidů, cytoplazem a fytopatogenních bakterií, metodách jejich studia, diagnostiky, epidemiologie a ekologie. Důraz je kladen na využití těchto poznatků pro navození rezistence rostlin k fytovirům a viroidům metodami genového inženýrství, eliminaci patogenů a v ochraně rostlin. Historie, struktura virionů, systém rostlinných virů. Symptomatologie. Reprodukce virů v rostlinné buňce. Nestrukturní proteiny a jejich funkce. Šíření viru v rostlině. Viroidy, Mykoplazmám podobné organismy (MLO). Fytopatogenní bakterie. Diagnostika fytovirů. Identifikace, indikátorové rostliny, symptomatologie, izolace, elektronová mikroskopie. Purifikace fytovirů Příprava protilátek, sérologie, izolace protilátek, imunoenzymatické stanovení (ELISA), ISEM. Molekulárně biologické metody, detekce nukleových kyselin, cdna, hybridizační sondy. Polymerázová řetězová reakce. Epidemiologie fytovirů. Mechanický přenos, přenos vektory, hmyzem, háďátky, roztoči, přenos semenem, pylem, kokoticí, vodou, rezervoáry fytovirů. Nejvýznamnější fytoviry, viroidy a MLO kulturních rostlin - mírný pás, subtropy, tropy. Metody eliminace fytovirů. Meristémové kultury, termo a chemoterapie, eliminace vektorů, karanténí opatření. Rezistence k fytovirům. Typy rezistence. Šlechtění na rezistenci k fytovirům. Křížová ochrana. Genové inženýrství fytovirů. Rizika genových manipulací s fytoviry. Viry 1) inokulace indikátorových rostlin, vyhodnocení příznaků, 2) detekce viru DAS ELISA, konjugace protilátek, komerční kity, 3) příprava dip preparátů, barvení, ultratenké řezy, 4) izolace RNA, DNA z rostlin, specifické a univerzální primery, detekce RNA viru, 5) detekce DNA viru, 6) příprava, použití, demonstrace vyhodnocení mikročipu, Bakterie 7) odběr rostlinných pletiv pro izolaci bakterií, příprava živných médií, očkování bakterií,
8) příprava živného média pro lyofilizaci, lyofilizační přístroj, zatavování ampulí, kontrola růstu, 9) izolace bakteriální DNA z bakterií a rostlinného pletiva, kontrola výsledků na agarosovém gelu, 10) amplifikace vyizolované DNA specifickými primery, použití primerů BOX, ERIC, REP, 11) příprava neradioaktivně značené sondy digoxigeninem, vlastní hybridizace, Fytoplazmy 12) demostrace přenosu kokoticí, roubováním, demonstrace symptomů, 13) elektronová mikroskopie, ultratenké řezy, 14) izolace, DNA z rostlin, specifické a univerzální primery, nested PCR, RFLP. Hull, R. Comparative Plant Virology 2nd edition Academic Press. 2009, 376 s. Bos L.: Plant viruses, unique and intriguing pathogens a textbook of plant virology. Backhuys Publishers Leiden. 1999. http://www.dias.kvl.dk/plantvirology/links.html http://www.virustaxonomyonline.com
Náze Počet hodin přednášek 10 Počet hodin cvičení 46 Počet studentů 12 Spektroskopie: Analytické metody a hmotnostní spektrometrie Doc. Ing. Jan Tříska, CSc. Doc. Ing. Jan Tříska, CSc., RNDr. Petr Šimek, PhD, Ing. Helena Zahradníčková, PhD, Mgr. Petr Kotas, Mgr. Peter Koník zimní Seznámit studenty s moderními analytickými metodami a postupy chromatografie, hmotnostní spektrometrie, s vyhodnocováním analýz a validací metod. Důraz bude kladen na správné zásady odběru a přípravy vzorků, na extrakční a koncentrační metody čištění vzorků, úpravu vzorků derivatizací a na vysvětlení principů základních metod chromatografie a hmotnostní spektrometrie. 1. Odběr vzorků - odběr plynných, kapalných a tuhých vzorků, uchovávání - odběr vzorků rostlinného a živočišného materiálu, uchovávání - aktivní a pasivní vzorkování - metody vzorkování "in vivo" 2. Čištění vzorků - extrakční a koncentrační metody - přehled extrakčních a koncentračních postupů a teoretické principy - zakoncentrování látek z plynné fáze (head space, purge and trap, close loop ). - zakoncentrování látek z kapalné fáze (LLE, SPE) - mikroextrakce na tuhou fázi, spojení SPME-GC, spojení SPME-LC - extrakce tuhé fáze (Soxhlet, Supercritical fluid extraction, Accelerated solvent extraction - speciální techniky, např. speciální fáze pro SPE (např. boronátové kolonky), "stir bar", atd. - SPE extrakce využívající techniku MIP (molecularly imprinted polymers) - speciální extrakční kapaliny, např. iontové kapaliny - kontinuální extrakce 3. Stručný teoretický základ chromatografie - přehled chromatografických metod - plynová chromatografie - kapalinová chromatografie (NP, RP, Hilic, metal affinity chromatography) - tenkovrstvá chromatografie - preparativní chromatografie - countercurrent liquid chromatography - detektory v GC a LC - speciální detektory
4. Hmotnostní spektrometrie stručné teoretické základy hmotnostní spektrometrie - GC-MS, LC-MS - typy hmotnostních detektorů (mag. sektor, kvadrupól, iontová past, TOF) - principy ionizace v GC-MS, LC-MS, chemická ionizace, nové ionizační techniky zejména v LC-MS, např. API - interpretace spekter, základní pravidla, např. dusíkové pravidlo atd. Stanovení vybraných peptidů, jejich fragmentace, stanovení výskytu vybraných polutantů v půdě, ve vodě a v atmosféře. 1. Příprava vzorků aminokyselin a biologického materiálu k analýze, extrakce vzorku sorbentem. 2. Štěpení proteinu proteolytickým enzymem, analýza štěpů pomocí LC-MS- TOF. 3. Derivatizace funkčních skupin aminokyselin, extrakce kapalina-kapalina vybrané aminokyseliny ze vzorku. 4. Separace připraveného derivátu aminokyseliny metodou plynové chromatografie, vyhodnocení chromatografického záznamu. 4. Separace připraveného derivátu aminokyseliny metodou kapalinové chromatografie, vyhodnocení chromatografického záznamu. 5. EI hmotnostní spektra derivátů aminokyselin naměřených metodou GC-MS. 6. ESI hmotnostní spektra derivátů aminokyselin naměřených metodou LC- MS. 7. Studium hmotnostního spektra metodou tandemové hmotnostní spektrometrie. Exkurse do provozních laboratoří. Aneclab, spol. s r.o. Policie ČR Správa Jč kraje Odbor kriminalistické techniky a expertiz Budvar n.p. Nemocnice Č. Budějovice, Odbor klinické chemie Technický a zkušební ústav stavební, pobočka České Budějovice F.W. McLafferty, F. Tureček: Interpretation of mass spectra, University Science Books, 1993 F.G. Kitson, B.S. Larsen, Ch.N. McEwen: Gas chromatography and mass spectrometry, Academic Press, 1996
Náze Molekulární analýza populací PaedDr. Martina Žurovcová, PhD. PaedDr. Martina Žurovcová, PhD., Mgr. Lucie Kučerová Počet hodin přednášek 20 Počet hodin cvičení PC 9, laboratoř 48 Počet studentů maximum 6 studentů zimní Poskytnout studujícímu podrobné informace o obecných zákonitostech genetické struktury přírodních populací a jejím dopadu na polymorfismus a fenotypovou diverzitu v populacích, o metodách studia genetické struktury populací, o rovnováze v populacích a procesech vedoucích k jejím změnám a o genetických příčinách evoluce populací. - Hardyho-Weinbergova rovnováha a procesy, které jí narušují (mutace, migrace, selekce, genetický drift a nenáhodné oplozování), - metody analýzy genetické struktury populací a molekulární populační genetika (detailní přehled používaných markerů, jejich výhody a nevýhody) a jejich aplikace v lidské genetice i genetice ochranářské. PC základní software pro zpracování populačně genetických dat, analýzu populační struktury, fylogenetickou analýzu (BLAST, MEGA, GDA, PopGene a další). Laboratoř - alozymová analýza vybraných organismů, analýza Alu markerů v lidské DNA, DNA barcoding vybraných organismů nebo analýza haplotypů lidské mtdna. Hartl D. and Clark A. (2007) Principles of Population Genetics, 4th edition. Sinauer. Beebee T. and Rowe G. (2008) Introduction to Molecular Ecology. 2nd edition. Oxford University Press. Allendorf F.W. and Luikart G. (2007) Conservation and the Genetics of Populations. Blackwell Publishing. Bez specifických požadavků, v případě většího počtu studentů budou upřednostněni zájemci se zaměřením na výzkum v související oblasti.