Fluorescence, fotosyntéza a stress: jak to spolu souvisí?

tun. Fluorescence, fotosyntéza a stress: jak to spolu souvisí? Mgr. Julie Soukupová, hd. Ústav systémové biologie a ekologie AVČR, Ústav fyzikální biologie JU HTTsoukupova@greentech.czTTH a RNDr. Karel Roháček, CSc. Ústav molekulární biologie rostlin AVČR, Ústav fyzikální biologie JU HTTrohacek@umbr.cas.czTTH Fotosyntéza Rostliny představují otevřené systémy, v nichž dochází k trvalé výměně hmoty (COB2B, OB2B, HB2BO, minerálních živin), energie a informací s okolím. V biosféře mají vyjímečné postavení, neboť uskutečňují vstup energie do biosféry zvenčí. V procesech fotosyntézy rostliny absorbují energii slunečního záření a přeměňují ji na energii chemickou, kterou využívají ke a stavbě a údržbě svého těla. Vedle důležitých organických látek (cukrů, tuků) vzniká během primární fáze fotosyntézy v důsledku fotofyzikálních dějů kyslík, jehož se za rok uvolní do atmosféry přibližně 10 planetě přibližně před třemi miliardami let. 11 rvní fototrofní organismy vznikly na naší

Fotosyntézou je označován velký soubor reakcí, při nichž je přijatá sluneční energie využita k syntéze energeticky bohatých chemických sloučenin, za spoluúčasti a HB2BO. COB2B Často je velmi zjednodušeně charakterizována následující sumární rovnicí: hν 6 12 HB2BO 6 6 HB2BO (1) COB2B CB6BHB12BOB6B OB2B kde, hυ je kvantum zářivé energie. Oxygenní fotosyntéza probíhá u řas a vyšších rostlin v chloroplastech a lze ji rozdělit na dvě fáze: fázi světelnou (fotofyzikální) a fázi temnotní (chemosyntetickou). Světelná fáze probíhá na tylakoidální membráně, kde dochází k zachycení sluneční energie a její přeměně na energii chemickou, akumulovanou v AT a NADHH. V temnotní fázi jsou AT a NADHH použity k fixaci atmosférického COB2B a zabudování uhlíku do sacharidů v Calvin - Bensonově cyklu, probíhající ve stromatu chloroplastů. Účinnost syntézy sacharidů závisí na intenzitě přísunu AT a NADHH, tj. na účinnosti světelných reakcí. My se podrobněji budeme zabývat pouze první částí fotosyntézy. Chloroplast 1 Struktura chloroplastu vyšších rostlin 1 Chloroplast (Obr.1) je nejmenší strukturní a funkční jednotkou, která je schopna i po izolaci absorbovat žáření, fixovat COB2B a zabudovávat uhlík do sacharidů.

od dvěma obalovými membránami je vnitřní amorfní medium, stroma, ve kterém jsou uloženy tylakoidy. Tylakoidy představují rozprostřené systémy vnitřní membrány podobné zploštělým měchýřkům. V chloroplastech se vyskytují stěsnané tylakoidy tvořící grana, která jsou vzájemně propojená tylakoidální membránou a nestěsnané tylakoidy. Tylakoidální membrána 2 Zjednodušené schéma uspořádání a přenosu elektronů v tylakoidální membráně. 2 Membránu tylakoidů tvoří lipidová dvojvrstva, na níž jsou uloženy a do níž jsou vloženy bílkoviny nezbytné pro první světelnou část fotosyntézy (Obr.2). roto je také nazývána fotosyntetická membrána. Vnitřní prostor tylakoidu se nazývá lumen. Oxidoredukční reakce světelné fáze fotosyntézy probíhají na čtyřech hlavních proteinových komplexech tylakoidální membrány: fotosystém II (SII), cytochrom bb6bf komplex (cyt bb6bf), fotosystém I (SI) a AT syntáza (Obr.2). Tyto integrované proteinové komplexy jsou v membráně vertikálně orientované. SII a SI jsou pigment proteinové komplexy, zajišťjící absorpci kvant slunečního záření a jejich přenos, společně s rozdělením nábojů. S těmito komplexy jsou spojeny komplexy podílející se na oxidaci vody (s SII) a redukci NAD (s SI).

lastochinon (Q) a plastocyanin (C) jsou malé bílkovinné molekuly sloužící jako přenašeče elektronů (a/nebo protonů) mezi velkými proteinovými komplexy; Q mezi SII a Cyt bb6bf, C mezi Cyt bb6bf a SI. Q je hydrofobní molekula, pohybuje se pouze uvnitř tylakoidální membrány, C je hydrofilní a pohybuje se na vnitřní (lumenální) straně membrány. Absorpce světla a tranfer energie Fotosyntéza začíná zachycením kvanta sluneční energie fotoreceptory. Hlavními fotoreceptory zelených rostlin jsou chlorofyly ab (Obr.3), které obsahují hořečnatý komplex redukovaného porfyrinu s navázaným polyisoprenovým řetězcem alkoholu fytolu. Chlorofyla je nejdůležitější fotosynteticky aktivní pigment, který je nezbytný pro vlastní přeměnu energie. Ostatní pigmenty (zejména karotenoidy) mají pomocnou a ochrannou funkci: zachycují dopadající kvanta záření a energii svého excitovaného stavu předávají na chlorofyl-a, který absorbuje jen modrou a červenou část spektra (Obr.4) a odstraňují radikálové formy kyslíku, které vznikají v průběhu fotosyntézy a působí destruktivně na chlorofyly a lipoproteiny v thylakoidní membráně. 3 Strukturní vzorec molekuly chlorofylu. 4 Absorpční spectrum chlorofylu. 3 4 Většina molekul chlorofylů a ostatních akcesorických pigmentů je asociována v tzv. anténních či světlosběrných komplexech. Spojením s reakčními centry s přenašečovými molekulami vznikají dva fotosystémy, označované jako SII a SI. Fotosystém I má v reakčním centru pigment s maximem absorpce 700 nm (700), převažují v něm

SB1B na elekt na dlouhovlnné formy chlorofylu-a. Fotosystém II obsahuje analogický pigment s maximem při kratší vlnové délce 680 nm (680). Úlohou světlosběrných komplexů je zachycení kvant záření a transfer takto získané energie do příslušného reakčního centra SII a SI. 5 Zjednodušené tříhladinové schéma využití excitační energie v molekule chlorofylu RC FS II. Energetický diagram ukazuje základní a excitované stavy elektronu vybuzeného excitační energií přijatou anténním systémem FS II. Vertikální šipky prezentují následující kvantové procesy: (1) Absorption absorpce kvanta radiace s různou vlnovou délkou λbab, způsobující přenesení elektronu ze základního do excitovaného stavu v čase t 10-14 s, (2) Dissipation to heat rozptýlení excitační energie na teplo, a (3) fluorescence zářivá deexcitace s vlnovou délkou λbfb>650nm. arametr τ znamená přibližný čas života elektronu v jednotlivých stavech. Horizontální šipky ukazují fotochemickou cestu (photochemistry), zahrnující rozdělení náboje, elektronový transport ( electron transport) a neutralizaci Chl rony dodávanými (donation of electrons) komplexem štěpícím vodu (WSC). Světlo (přesněji řečeno elektromagnetické záření) můžeme popsat jako proud fotonů o určité vlnové délce a energii. Každý pohlcený foton může způsobit jednoduchý fotochemický děj za předpokladu, že nese dostatečné množství energie. Tato energie pak pohání primární fotochemické reakce, které iniciují fotosyntetickou přeměnu zářivé energie na chemickou. Kvantum červeného světla, které je absorbovánov molekule chlorofylu, vyvolá přechod elektronu ze základního stavu do excitovaného (vzbuzeného - označen jako obr. 5). Energie excitovaného elektronu může být využita těmito konkurenčními cestami (Obr. 5): buď elektron přejde do základního energetického stavu a odpovídající energie se přemění na teplo, nebo je vyzářena v podobě červeného záření (s maximem kolem 700 nm) - fluorescence, či je využita v kaskádě navazujících fotochemických reakcí fotosyntéza. Tato tzv. fotochemická cesta zahrnuje rozdělení náboje a přenos elektronu přes řadu přenašečů. Kvantum modrého světla má větší obsah energie než kvantum červeného světla, a proto může vyvolat přechod elektronu až do 2. excitovaného stavu (označen SB2B -12 obr. 5). Ten je ale mnohem méně stabilní než stav S1, proto za dobu přibližně 10 s elektron přejde ze stavu S2 do stavu S1 a odpovídající část energie se přemění na teplo.

na je ionty přijme iontů Tyto tři procesy (disipace energie v podobě tepla, fluorescence nebo fotochemie) mezi sebou soutěží. Změna kvantového výtěžku jakéhokoliv z těchto tří de - excitačních procesů se projeví změnou v ostatních dvou. Separace náboje v reakčním centru SII a následný transport elektronů přes membránu Excitační energie je využívána v reakčních centrech SII a SI. Zde je jediný fotochemicky aktivní dimer chlorofylu-a a sem je také směrována energie pohlcená celým světlosběrným komplexem. Na tento dimer připadá 200 300 molekul chlorofylu ve světlosběrných systémech. Hlavní funkcí SII (a přiléhajícího vodu štěpícího komplexu) je rozdělení nábojů a transfer elektronů z vody na plastochinon (Q) (Obr. 2). rimárním donorem elektronů je pigment 680, speciální pár molekul chlorofylu-a. o absorpci fotonu se pigment 680 dostává do excitovaného stavu, uvolňuje elektron, který je předán přes feofytin (heo) na primární akceptor, chinon QBAB. QBAB kovalentně vázanou formou Q na SII. Sekundárním akceptorem elektronu je difuzní forma Q, chinon QBBB. Jakmile QBBB 2 elektrony z QBAB, redukuje se na QHB2B a opouští SII. igment 680 vzniklý po uvonění elektronu je zpětně redukován díky kyslík vyvíjejícímu a vodu stěpícímu komplexu. ro rozštěpení dvou molekul vody a uvolnění jedné molekuly kyslíku je třeba čtyř elektronů. Čtyři vodíkové protony jsou současně uvolněny do lumenu. lastochinon QHB2B na přenáší elektrony a protony ze stromální strany membrány na lumenální, na cytochrom bb6bf komplex. Zde se H uvolňují do lumenu a transport elektronů dále na SI zajišťuje C. V SI je světelná energie použita k redukci NAD na NADHH stromální straně membrány, který je zároveň posledním akceptorem elektronů v lineárním elektronovém transportu. rimárním donorem elektronů v reakčním centru SI je chlorofyl 700. rimárním ekceptorem je feredoxin. Oxidovaný 700 je redukován elektronem putujícím z SII. Je zřejmé, že transport elektronů tylakoidální membránou je spojen s transportem vodíkových protonů přes membránu. Takto generovaný rozdíl v koncentraci H mezi lumenem a stromatem je využíván AT syntázou k syntéze ATz AD.

ΦBFB = / nebo. redukován, oxidován, nebo Fluorescence 6.1. ůvod fluorescence Jak jsme už zmínili v oddílu č. 4, fluorescence chlorofylu je jedním z deexcitačních procesů po absorpci světelné energie světlosběrným systémem. Fluorescenční emise chlorofylu je světlo o vlnové délce 685nm; zpětnou reabsorpcí listy může být tato emise posunuta až k 740nm. V listech zdravých rostlin a za stabilních optimálních podmínek je zhruba 80% absorbované světelné energie použito pro fotochemii, ca. 15% je vyzářeno v podobě tepla a ca. 3-5% je re-emitováno v podobě fluorescence. Ačkoliv tento proces je jen vedlejším de-excitačním procesem, poskytuje nám možnost nahlédnout, jak je absorbovaná světelná energie rostlinou využívána. V případě, že je účinnost fotosyntézy vysoká, výtěžek fluorescence je nízký a naopak (viz dále). Vazba mezi fotochemií a fluorescencí je nejsilnější v SII. Za pokojové teploty 90% fluorescenční emise pochází právě z SII, respektive z přilehlých světlosběrných systémů, které obsahují velké množství molekul chlorofylu-a. Kvantový výtěžek fluorescence závisí z velké části na schopnosti SII realizovat stabilní rozdělení náboje mezi primárním donorem 680 a QBAB. Když je QBAB reakční centrum SII je schopné využít světelnou energii zachycenou anténním systémem na rozdělení náboje (účinnost fotochemie je maximální) a zbylá část excitační energie spotřebovaná na fluorescenci je malá, což odpovídá minimálnímu výtěžku fluorescence (označuje se FB0B FB0B`). Tato situace nastává, když je rostlina adaptovaná na tmu. Naproti tomu, když je QBAB reakční centrum není schopno uskutečnit stabilní rozdělení náboje (účinnost fotochemie se blíží nule) a podíl excitační energie, který je využit na fluorescenci, je vysoký a tím i výtěžek fluorescence je maximální (značí se FBMB K této situaci dochází, je-li rostlina ve vysokém saturačním světle. FBMB`). K popsání procesu emise fluorescence byl zaveden termín kvantový výtěžek fluorescence (ΦBFB), který je definován jako podíl počtu všech vyzářených fotonů (nbfb) a počtu všech absorbovaných fotonů (nbab): nbfb nbab (2) Jiný způsob, jak vyjádřit kvantový výtěžek fluorescence chlorofylu je popsán následující obecnou rovnicí:

kbfb rychlostní intenzitu intenzitu Φ F = I I F A kf =. (3) Σk i V tomto vztahu znamená IBFB fluorescence, IBAB absorbovaného záření, konstantu procesu emise fluorescence a ΣkBiB představuje sumu rychlostních konstant všech konkurujících si procesů, které vedou k návratu molekuly Chl z excitovaného do základního stavu. Kvantový výtěžek fluorescence může být silně ovlivněn mechanismem, který omezuje tok excitační energie z anténního systému do reakčního centra SII (např. zvýšení vzniku tepla při nadměrném ozáření). řestože fluorescence Chl představuje minoritní proces deaktivace excitovaných pigmentů, časové změny výtěžku fluorescence chlorofylu poskytují možnost zkoumat mechanismy, pomocí nichž thylakoidy regulují využití zářivé energie absorbované komplexy SII. Jak plyne z obr. 5, růst jedné komponenty vede ke snížení alespoň jedné z ostatních dvou komponent, do nichž excitační energie přechází. Lze tedy předpokládat protiběžný (antiparalelní) vztah mezi fotochemickými a nefotochemickými procesy. Záznam časových změn kvantového výtěžku fluorescence (tzv. Kautského jev) se nazývá fluorescenční indukce. 6.2. Fluorescenční indukce a základní fluorescenční parametry Fluorescence chlorofylu není statická veličina, ale mění se v čase. Dynamiku fluorescenční emise zaznamenali už v 30. letech Kautsky a Hirsch, kteří pozorovali fluorescenci vlastníma očima a položili tak základ jedné vědní disciplíně. Když temnotně adaptovanou rostlinu vystavíme kontinuálnímu světlu, intenzita fluorescence vykazuje charakteristické změny v čase. Tyto změny jsou způsobeny rozdíly v rychlostech fotochemie na tylakoidální membráně a fixace COB2B ve stromatu chloroplastů. Zatímco fotochemické procesy na membráně začnou probíhat okamžitě po vystavení rostliny světlu, metabolické procesy ve stromatu startují daleko později. 6 Fluorescenční indukční křivka chlorofylu - a zaznamenaná přístrojem AM-2000 na listu durmanu. MZ/-MZ měřící záření zapnuto/vypnuto ; AZ/-AZ aktinické záření zapnuto/ vypnuto; S saturační pulz; FR spuštění far-red záření.

je a na je lze růběh těchto křivek (obr. 6) poskytuje vhled do podstaty zužitkování excitační energie fotosystémem II a nepřímo také dalšími komplexy v thylakoidní membráně. Zvýšení toku excitační energie do fotochemických procesů (fotochemická cesta) vede k poklesu (zhášení) výtěžku fluorescence. Tímto způsobem fluorescence chlofofylu odráží změny účinnosti fotosyntetických procesů. Fotochemické zhášení odpovídá obecně energii spotřebované při rozdělení (separaci) náboje v reakčních centrech fotosystému II. Nefotochemické zhášení je vyvoláno tvorbou ph-gradientu na thylakoidní membráně, jakož i aktivací četných regulačních mechanismů, které zajišťují efektivní zužitkování excitační energie a jsou schopny se vypořádat s nadměrnou ozářeností (fotoihibicí) nebo jiným druhem poškození fotosyntetických komplexů. Rozlišení obou základních typů zhášení fluorescence chlorofylu bylo umožněno zavedením metody saturačních pulzů, jež je nyní využívána téměř ve všech typech přístrojů pro měření fluorescence (fluorimetrů). V temnotně adaptovaném stavu (TAS), který je vzhledem k elektronově transportním procesům fotochemicky neaktivním stavem thylakoidní membrány, jsou obecně všechna reakční centra SII a přenašeče elektronů na akceptorové straně SII reoxidovány. V tomto stavu je možné zaznamenat tzv. minimální výtěžek fluorescence (viz FB0B obr. 6), jestliže je vzorek v předzatemněném stavu osvětlen slabým modulovaným měřícím zářením (MZ). Je-li vzorek následně ozářen krátkým saturačním pulzem bílého světla (S), způsobí tento saturační pulz rychlé uzavření všech aktivních reakčních center SII, neboť dojde k úplné redukci jejich primárního elektronového akceptoru QBAB, doprovázené úplným vysycením fotochemických procesů vsii. Tehdy je zaznamenán tzv. maximální výtěžek fluorescence (FBMB). Správné stanovení jak FBMB, tak FB0B nezbytné pro následné kvantifikování procesů, které se uplatňují během fotosyntézy. Všechny časové změny výtěžku fluorescence během světelné periody jsou spojeny s mechanismem fluorescenčního zhášení a jsou porovnávány s těmito základními (referenčními) úrovněmi. Rozdíl mezi FBMB FB0B označován jako maximální výtěžek variabilní fluorescence v temnotně adaptovaném stavu (FBVB). FBVB vypočítat ze vztahu: FV = FM F 0. (4) oté, co je zapnuto aktinické světlo (AZ), lze pozorovat výrazné změny výtěžku

a (steady-state). a charakterizují a je (peak), fluorescence, jež lze připsat na vrub současnému spolupůsobení fotochemických a nefotochemických procesů. Fotochemické procesy se vztahují k rozdělení náboje v reakčních centrech SII, které je spojeno se změnami účinnosti dějů v elektronovém transportním řetězci, nefotochemické procesy zahrnují vytváření ph-gradientu, nezářivou disipaci energie na teplo v thylakoidních membránách, fosforylaci mobilních světlosběrných komplexů SII, fotoinhibici reakčních center SII atd. o zapnutí aktinického světla se intenzita fluorescence zvyšuje až na FBB maxima při dané intenzitě ozářenosti, pak opět klesá, až se po několika minutách ustálí na určité hodnotě FBSB Změna fluorescence v čase mezi FB0B FBB tzv. rychlá fáze fluorescenční indukce a souvisí s primárními procesy fotochemie na SII. omalá fáze fluorescenční indukce (FBB až FBSB) souvisí s postupným přechodem fotosyntetického aparátu z temnotně do světelně adaptovaného stavu. Ten je charakterizován nepřetržitou syntézou AT, NADHH a souběžnou fixací CO2. Jakmile se procesy elektronového transportu a spřažených biochemických reakcí dostanou do rovnováhy, je dosaženo i tzv. ustálené úrovně (steady-state) výtěžku fluorescence (FBSB). oužití saturačního pulzu v tomto světelně adaptovaném stavu umožňuje určit maximální výtěžek fluorescence chlorofylu (FBMB ). Jakmile je AZ vypnuto, je po krátkém pulzu slabého dlouhovlnného červeného záření (far-red, FR), jež urychluje reoxidaci akceptorové strany SII, zaznamenán minimální výtěžek fluorescence ve světelně adaptovaném stavu (FB0B ). ak je možné určit maximální výtěžek variabilní fluorescence ve světelně adaptovaném stavu (FBVB ) podle vztahu: FBMB, FBSB FBVB = FBMB - FB0B. (8) Obecně tedy úrovně fluorescence FBMB FB0B temnotně adaptovaný stav, FB0B charakterizují světelně adaptovaný stav thylakoidní membrány. Vzhledem k velkému množství informací o procesech probíhajících v SII a jeho okolí se fotosyntetický výzkum výzkum intenzivně zabýval způsobem, jak tyto informace kvalitativně i kvantitativně nejlépe analyzovat. Za tím účelem byly zavedeny tzv. fluorescenční parametry (F). Bylo definováno množství F, které jsou používány nejen v základním výzkumu fotosyntéze, ale i k detekci stresu v laboratorních i polních podmínkách.

6.3. Metody měření fluorescence chlorofylu V současné době nejvíce používanými přístroji pro meření fluorescence (fluorimetry) jsou fluorimetry pracující na principu pulzní amplitudové modulace (AM) fluorescenčního signálu. Lze jimi přesně měřit fluorescenci chlorofylu dokonce i na pozadí denního světla v polních podmínkách. Existují dva typy fluorimetrů: tzv. nezobrazovací a zobrazovací fluorimetry. Nezobrazovací fluorimetry integrují fluorescenční signál z celého měřeného vzorku (list, suspenze řas nebo sinic) a výstupem měření je jediná fluorescenční indukční křivka nebo soubor fluorescenčních parametrů pro daný vzorek. Lze jimi měřit velmi rychlé procesy na fotosyntetické membráně. Zobrazovacími fluorimetry nelze měřit rychlé procesy na fotosyntetické membráně, ale jejich velkou výhodou je možnost měřit změny fluorescenční emise chlorofylu v ploše a tím odhalit prostorovou heterogenitu zkoumaného vzorku a to jak na mikroskopické (µm) tak makroskopické (µm) úrovni (m až desítky m). Testuje se i snímání fluorescence vegetace z letadel a satelitů. oužitím zobrazovací fluorometrie lze např. lokalizovat působení stresového faktoru, dříve než jsou patrná poškození volným okem. 6.4. říklady detekce stresu pomocí fluorescence Díky vztahu mezi fotosyntézou a fluorescencí se měření fluorescence chlorofylu stalo velmi používanou metodou pro monitorování fotochemické účinnosti rostlin. Tato metoda je neinvazivní, rychlá a zároveň velmi citlivá. oužívá se nejen v základním výzkumu fotosyntézy, ale i při detekci mutantních rostlin, a včasné detekci abiotického i biotického stresu. říklad vlivu vodního stresu na změny fluorescenční indukce je na obr.7, kde je zobrazen odraz přirozeného zasychání listu durmanu stromového v čase (výsledky K. Roháček). 7 Odraz přirozeného zasychání listu durmanu stromového (Datura arborescens ) v 3D -tvaru fluorescenčních indukčních křivek.

B kap (panel kapse 8 List africké fialky Sauntpaulia byl na jednu hodinu ponořen do roztoku herbicidu DCMU. DCMU blokuje fotosyntetický transport elektronů vazbou v QB se SII. V panelu A je zřetelná oblast poškozená působením herbicidu (světlá horní část), která vykazuje vysokou intenzitu fluorescence chlorofylu. Tvar fluorescenční indukční kř ivky je zobrazen v panelu B ( horní křivka). U nezasažené oblasti listu (dolní 9 Heterogenita fluorescenčního signálu listu fazole způsobená infekcí bakterie seudomonas syringae, pv. savastanoi. Intenzita fluorescence je zde znázorněna na škále falešných barev, kde červená znamená nejvyšší intenzitu, zatímco modrá nejnižsí. Změny ve fluorescenci jsou patrné již po 3 dnech, zatímco vizuální symptomy (chloróza) se objevu jí až po 14 dnech. 10 očáteční stadium infekce citronu houbou enicillium digitatum, 48 hodin po inokulaci. Zatímco vizuelně byl o vidět jen místo vpichu, kam byly spory houby inokulovány (panel vlevo ), v e dvou fluorescenčních parametrech FB0B uprostřed) a FB0B/FBVB (panel vpravo) bylo jasně viditelné rozrůstání mycelia. rvní viditelné stopy infekce (mokvání a změknutí povrchu) se objevily až 4 dny po inokulaci, viditelné mycelium 5-6 dní po inokulaci, sporulace 7 dní po inokulaci. Dalším příkladem abiotického stresu je působení herbicide DCMU na obr.8. DCMU blokuje fotosyntetický transport elektronů vazbou v QBBB SII. roto v oblasti zasažené herbicidem je fluorescence vysoká, zatímco nezasažená oblast nevykazuje žádné změny ve fluorescenční indukci a tím ani poškození fotosyntetického aparátu.

Obr.9, 10 a 11 znázorňují použití zobrazovací fluorimetrie k detekci biotického stresu, v přímé návaznosti na ochranu hospodářských rostlin, zvýšení výnosu plodů a jejich ochrany. ři včasné detekci virové, bakteriální či houbové infekce lze s velkou účinností uplatnit postupy vedoucí k eliminaci patogenů a tak i ochraně rostlinné produkce. Bakterie seudomonas syringae, pv. savastanoi (Obr.9) infikuje a působí velké ztráty na olivovnících. Dalším hostitelem je i fazole. Infekci fazole touto bakterií lze pomocí fluorescenční zobrazovací techniky detekovat již po 3 dnech, zatímco vizuální symptomy se objevují až po 14 dnech (výsledky J. Soukupová). odobně lze detekovat počáteční stadium infekce citrónů houbou enicillium digitatum (Obr.10), která způsobuje velké ztráty při skladování a transportu citrusů a tak vlastně kontrolovat kvalitu plodů. Navíc, houbou infikovaná místa lze odlišit od mechanického poškození, která na pohled vypadají shodně, ale liší se ve fluorescenčních charakteristikách (výsledky J. Soukupová). Souhrn Záznam indukované fluorescence chlorofylu a je cestou jak nedestruktivně zkoumat fotosyntetické procesy v rostlinách, řasách i sinicích - obecně ve všech fotosyntetizujících organizmech. Změny výtěžku fluorescence chlorofylu jsou citlivým indikátorem fotosyntetických procesů probíhajících v časovém rozmezí od mikrosekund (rychlé primární fotofyzikální děje) až po mnoho minut (pomalé enzymatické procesy ve stromatu chloroplastů). Vyhodnocením fluorescenčních indukčních křivek lze stanovit hodnoty řady fluorescenčních parametrů, které umožňují kvalitativně i kvantitativně charakterizovat funkčnost fotosyntetického aparátu rostlin, jejich fyziologický stav, detailně studovat děje probíhající v thylakoidních membránách uvnitř chloroplastů, ale i včas detekovat abiotický i biotický stres na úrovni buněk, rostlin i porostu. Doporučená literatura: Govindee: Sixty-three years since Kautsky: Chlorophyll-a fluorescence. Australian Journal of lant hysiology 22, 131-160, 1995. Krause, G.H. a Weis, E.: Chlorophyll fluorescence and photosynthesis. The basics. Annual Rev of lant hysiology and lant Molecular Biology 42, 313-349, 1991.

Maxwell, K. A Johnson, G.N.: Chlorophyll fluorescence a practical guide, Journal of Experimental Botany Vol.51, No.345, 659-668, 2000. Nedbal, L., Soukupová J., Kaftan D., Whitmarsh, J. a Trtílek, M.: Kinetic imaging of chlorophyll fluorescence using modulated light, hotosynthesis Research 66, 3-12, 2000a. Nedbal, L., Soukupová J., Whitmarsh, J. a Trtílek, M.: ostharvest imaging of chlorophyll fluorescence from lemons can be used to predict fruit quality, hotosynthetica 38, 571-579, 2000b. rocházka, S., Macháčková, I., Krekule,J., Šebánek, J.a kol.: Fyziologie rostlin, Academia raha, 1998. Roháček, K.: Chlorophyll fluorescence parameters: the definitions, photosynthesic meaning, and mutual relationships, hotosynthetica 40, 13-29, 2002. ro náročné: apageorgiou G.C. a Govindjee (eds.): Chlorophyll-a Fluorescence. A signature of photosynthesis, Springer, Dordrecht, Nizozemí, 2004.